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Coordenadas neuronais de C.elegans

Coordenadas neuronais de C.elegans



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Existe uma lista de coordenadas neurais para C.elegans? Eu preciso construir um modelo 3D.

Atualizar: O que está disponível no momento é:

  • full connectome, por exemplo, em openconnectome;
  • descrição do neurônio com imagens da posição relativa em wormatlas;
  • Dados de posição 2d no conectoma dinâmico.

Atualização 2:

Eu criei um modelo 3D muito simples que consiste em três camadas (esquerda, direita e centro) com base em rótulos de neurônios. Isso não deve ser considerado um verdadeiro biológico, mas melhor do que nada. O código e os dados estão no github.

Esclarecimento:

A questão ainda está lá, eu forneci um modelo muito básico e todos são bem-vindos para usá-lo. Mas ainda assim seria interessante obter resultados experimentais. Vou manter a questão aberta caso alguém possa compartilhar os dados.


O Worm Atlas que você citou é NÃO apenas um "modelo". As coordenadas das células neuronais foram determinadas a partir de uma reconstrução 3D real de um verme com base em micrografias eletrônicas de seção fina em série. As seções seriais foram digitalizadas manualmente para permitir anotações e análises por meio de computação gráfica. A anotação (ao longo de um período de anos) estabeleceu a conectividade sináptica, publicada por John White et al. em 1986 no Proceedings of the Royal Society of London.


Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans (/ ˌ s iː n oʊ r æ b ˈ d aɪ t ə s ˈ ɛ l ə ɡ æ n s / [6]) é um nematóide transparente de vida livre com cerca de 1 mm de comprimento [7] que vive em ambientes de solo temperado. É a espécie típica de seu gênero. [8] O nome é uma mistura do grego caeno- (recente), rabditis (semelhante a uma haste) [9] e latim Elegans (elegante). Em 1900, Maupas inicialmente o nomeou Rhabditides elegans. Osche o colocou no subgênero Caenorhabditis em 1952 e em 1955, Dougherty criou Caenorhabditis ao status de gênero. [10]

  • Caenorhabditis elegans var. Bergerac[2] (por exemplo cepa BO) [3]
  • Caenorhabditis elegans var. Bristol[4] (por exemplo, cepa N2) [5]

C. elegans é um pseudocelomato não segmentado e não possui sistemas respiratórios ou circulatórios. [11] A maioria desses nematóides são hermafroditas e alguns são machos. [12] Os machos têm caudas especializadas para acasalamento que incluem espículas.

Em 1963, Sydney Brenner propôs uma pesquisa sobre C. elegans, principalmente na área de desenvolvimento neuronal. Em 1974, ele começou a pesquisar a biologia molecular e do desenvolvimento de C. elegans, que desde então tem sido amplamente utilizado como organismo modelo. [13] Foi o primeiro organismo multicelular a ter todo o seu genoma sequenciado e, a partir de 2019, é o único organismo a ter seu conectoma ("diagrama de fiação" neuronal) concluído. [14] [15] [16]


Introdução

A identificação da célula é um processo essencial nos amplos campos da biologia, incluindo a neurociência e a biologia do desenvolvimento. Por exemplo, a identificação de células onde um gene é expresso pode muitas vezes ser a primeira etapa na análise de funções e interações do gene. Além disso, as informações de identidade são necessárias para comparar as atividades celulares em diferentes animais. Para anotar identidades celulares em imagens microscópicas, características das células, como posições e morfologias, são frequentemente comparadas entre as amostras e um atlas de referência.

O nematóide Caenorhabditis elegans tem uma propriedade única de que todas as células e suas linhagens foram identificadas neste animal [1, 2]. Além disso, a morfologia e as conexões entre todos os 302 neurônios em hermafroditas adultos também foram identificadas por reconstrução por microscopia eletrônica [3]. Esse conhecimento detalhado abre oportunidades únicas em neurociência, tanto em nível de célula única quanto de rede. Avanços recentes em técnicas de microscopia também permitem imagens da atividade do cérebro inteiro do verme [4,5,6,7,8,9,10,11], mesmo para os vermes que se movem livremente [12,13,14]. As atividades neurais foram obtidas na resolução de uma única célula, e as identidades de um número limitado de neurônios foram anotadas manualmente em alguns dos estudos [4,5,6,7,8, 10, 14]. No entanto, não existe uma abordagem sistemática e abrangente para anotar os neurônios nos dados de atividade do cérebro inteiro [12].

Anotação de identidades neuronais em C. elegans é frequentemente realizado com base nas posições dos neurônios, especialmente para animais larvais em que os neurônios estão localizados em posições estereotipadas [15, 16]. No entanto, para animais adultos, as posições dos corpos celulares neuronais são altamente variáveis ​​entre os animais [12]. Várias informações adicionais podem ser usadas, como marcadores de identidade celular sobrepostos e informações morfológicas dos neurônios. Atualmente, a sobreposição de marcadores de identidade celular, como proteínas fluorescentes expressas por promotores específicos de células bem caracterizados, é o método mais popular e confiável para identificação neural. Por exemplo, Serrano-Saiz et al. mostraram que tais métodos são eficazes quando o número de neurônios-alvo é limitado [17]. No entanto, a integração dessa abordagem com a imagem da atividade do cérebro inteiro parece difícil porque requer, em princípio, diferentes marcadores e diferentes canais fluorescentes para cada neurônio. A informação morfológica também é útil quando o número de neurônios-alvo é muito limitado, mas não é prontamente utilizada para imagens do cérebro inteiro porque os neurônios estão distribuídos densamente na região da cabeça dos vermes e a informação morfológica não pode ser obtida com precisão.

Vários esforços para desenvolver métodos de anotação automática foram relatados. Para anotar os neurônios com base em suas posições, serão necessárias as informações das posições e suas variações. Long et al. [18, 19] produziram atlas digital 3D para 357 das 558 células de várias dezenas de animais L1, e trabalhos relacionados também usaram o atlas [20, 21]. O atlas consiste em posições e seus desvios dos núcleos celulares dos músculos da parede do corpo, intestino, neurônios da faringe e neurônios posteriores ao gânglio retrovesicular, bem como alguns outros tipos de células. No entanto, os neurônios anteriores ao gânglio retrovesicular são omitidos por causa de sua distribuição densa [19], e o atlas não é aplicável aos neurônios da região da cabeça importantes para o processamento de informações neurais. Aerni et al. [22] relataram posições de 154 de 959 células de 25 hermafroditas adultos, incluindo células intestinais, musculares e hipodérmicas, e introduziram um método que integra características úteis, incluindo pontos de referência fluorescentes e informações morfológicas com as posições das células. No entanto, as posições dos neurônios não foram relatadas. Pelo que sabemos, as informações das posições dos neurônios em vermes adultos podem ser obtidas apenas no atlas produzido pelo trabalho de reconstrução do EM [3]. Infelizmente, o atlas branco não contém informações sobre a variedade de posições entre os animais individualmente. Além disso, o atlas pode ser deformado por causa das características inerentes aos métodos de preparação de amostras para microscopia eletrônica. Assim, os dados experimentais das posições dos neurônios em animais adultos eram muito limitados.

Aqui, medimos as posições dos neurônios em animais adultos usando promotores específicos de células e criamos um conjunto de dados. Avaliamos as variações das posições e obtemos uma combinação ideal dos promotores específicos da célula para tarefas de anotação com base nas informações acumuladas das posições das células. Nossas cepas ideais permitem a anotação manual racional da maioria dos neurônios na região da cabeça de um animal. Também desenvolvemos e validamos uma ferramenta de anotação eficiente que inclui funcionalidades de anotação automatizada e interação humana.


2. Linhagens celulares neuronais e classificação de neurônios

O diagrama de linhagem de Sulston revela algumas características-chave do desenvolvimento do sistema nervoso (Figura 2). Como uma rápida olhada no diagrama mostra, C. elegans os neurônios são em grande parte derivados de forma não clonal de muitas linhagens diferentes (linhas vermelhas na Figura 2). Alguns sub-ramos da linhagem dão origem exclusivamente aos neurônios, mas em alguns casos as escolhas neuronais versus não neuronais são feitas apenas muito tarde na linhagem (alguns exemplos estão sombreados em cinza na Figura 2). Por exemplo, algumas células musculares são produzidas dentro de linhagens que produzem principalmente neurônios e vice-versa (Sulston et al., 1983) (Figura 2). Isso indica que as células precursoras em tais linhagens permanecem não comprometidas com um destino específico até a divisão celular terminal. Alternativamente, as células podem ser comprometidas, mas o comprometimento pode não ser um processo irreversível. Consistente com a última visão, uma célula em C. elegans sofre um processo de transferência pós-mitótica & # 8220 & # 8221 de um tipo de célula não neuronal para um neuronal (Jarriault et al., 2008).

A natureza não clonal & # 8220piece-meal & # 8221 das linhagens neuronais é acompanhada por uma falta de correlação da história da linhagem com características terminais específicas dos tipos de neurônios. Por exemplo, neurônios motores do cordão nervoso ventral gerados embrionicamente que se enquadram em classes anatômicas específicas (por exemplo, os nove neurônios DA1-DA9 DA) mostram pouca relação de linhagem entre si, da mesma forma, neurônios sensoriais anfídicos envolvidos na detecção de pistas ambientais derivam de ramos de linhagem distintos ( Sulston et al., 1983). Outra classificação amplamente aplicada de neurônios é baseada no tipo de neurotransmissor que um neurônio produz (& # 8220 fenótipo do neurotransmissor & # 8221). Contudo, C. elegans neurônios com o mesmo fenótipo de neurotransmissor mostram pouca ou nenhuma relação de linhagem (Sulston, 1983) (a Figura 2 mostra como exemplo a posição linear dos 8 neurônios dopaminérgicos de um C. elegans hermafrodita). Outra classificação de neurônios segue as linhas de unidades funcionais. No sistema nervoso da mosca, os neurônios e as células de suporte que formam um sensor sensorial derivam de uma sub-linhagem comum (Modolell, 1997). Mas, novamente, as células que formam tipos específicos de sensilas sensoriais em C. elegans (neurônio, bainha, alvéolo) raramente têm uma história de linhagem comum (Sulston, 1983). Neurônios ligados sinapticamente também não mostram nenhuma relação especial de linhagem. Devido às extensas migrações de células no embrião em desenvolvimento, os neurônios em proximidade direta uns com os outros também não estão necessariamente relacionados linearmente.

Outro esquema de classificação potencial de neurônios é o perfil molecular intrínseco de um neurônio. Aqui, novamente, relacionamentos complexos com a linhagem de neurônios são evidentes. Centenas de perfis de expressão gênica baseados em gene repórter foram acumulados com resolução de neurônio único desde que a tecnologia do gene repórter foi estabelecida em C. elegans (Chalfie et al., 1994). Esses repórteres geraram um painel extremamente útil de & # 8220 descritores moleculares & # 8221 de tipos de neurônios pós-mitóticos, diferenciados terminalmente e estão arquivados no WormBase (ver, por exemplo, o perfil molecular do interneurônio AIYL). O tema comum desses perfis de expressão é muito óbvio: em vez de serem definidos por um painel de genes específicos de um único neurônio, os neurônios são geralmente definidos pela coexpressão combinatória de um conjunto de genes de diferenciação terminal que individualmente são expressos em mais neurônios tipos (Figura 1C) (Hobert et al., 2010). Curiosamente, a maioria dos padrões de expressão gênica neuronal publicados novamente não se correlacionam bem com a história da linhagem, ou seja, os perfis de expressão gênica obviamente não se agrupam em grupos de neurônios linearmente relacionados. A Figura 1C mostra um exemplo de alguns genes expressos em AIY e outros tipos de neurônios, a maioria dos outros tipos de neurônios não mostram nenhuma relação de linhagem óbvia com AIY.

Resta-se, portanto, classificar os neurônios por características anatômicas específicas. Com base em seu trabalho de microscopia eletrônica, White et al. (1986) definiu 118 classes de neurônios, com membros de classes de neurônios individuais principalmente distinguidos por sua posição e projeção axodendrítica comum e padrões de conexão (ver WormAtlas). Neurônios classificados juntos por morfologia novamente muitas vezes não compartilham histórias de linhagem comum, por exemplo, neurônios simétricos esquerdo / direito que definem classes de neurônios individuais (por exemplo, os neurônios AWB esquerdo e direito que definem a classe de neurônios & # 8220AWB & # 8221) muitas vezes não compartilham um histórico de linhagem comum (consulte a inserção na Figura 2). O mesmo se aplica a membros individuais de classes específicas de neurônios motores (por exemplo, os sete neurônios motores DB). A relação frequentemente limitada de neurônios semelhantes com a linhagem significa essencialmente que praticamente todos os neurônios nascem por meio de divisões celulares assimétricas. Em outras palavras, apenas alguns pares de células irmãs no sistema nervoso são semelhantes entre si (por exemplo, consulte a Figura 5 mostrando o interneurônio AIY e sua irmã muito distinta, o neurônio motor SMDD).

Embora tipos de neurônios semelhantes possam ser gerados por padrões de linhagem distintos, alguns tipos de neurônios semelhantes são gerados por padrões de linhagem muito semelhantes. Isso é evidenciado pelas chamadas & # 8220 sublineagens repetidas & # 8221, ou seja, padrões de divisão celular que são encontrados em vários pontos da linhagem e que dão origem à mesma matriz de tipos de neurônios, na maioria das vezes neurônios motores do cordão ventral (Figura 2) (Sulston, 1983 Sulston et al., 1980 Sulston e Horvitz, 1977 Sulston et al., 1983). Sub-linhagens repetidas se originam de células blásticas que podem ser diversas em sua história de linhagem, mas então, por meio do padrão de sub-linhagem, executam um programa de desenvolvimento comum. Portanto, padrões de linhagem semelhantes podem, mas não necessariamente, produzir tipos de neurônios semelhantes.

À luz dessas complexidades, como funcionam os programas de especificação genética no sistema nervoso? Qual é a base genética do impacto que a linhagem tem ou não na especificação de neurônios? Desde a introdução de C. elegans como um sistema de modelo por Sydney Brenner na década de 1970, essas questões foram abordadas usando uma das principais vantagens do sistema de modelo de worm & # 8212forward análise genética (Brenner, 1974 Horvitz et al., 1983 Jorgensen e Mango, 2002). A beleza dessa abordagem reside em sua natureza amplamente imparcial. Um simplesmente isola mutantes nos quais aspectos da morfologia e função do sistema nervoso (rastreáveis ​​por uma variedade de meios) são interrompidos (Horvitz et al., 1983). Esses estudos genéticos, bem como uma série de estudos de genética reversa, forneceram informações importantes sobre como o sistema nervoso se desenvolve (a Tabela 1 fornece uma visão geral dos mutantes de desenvolvimento neuronal). Abaixo, destaco alguns desses mutantes selecionados, agrupando-os pelos tipos de defeitos observados. Outras revisões se aventuraram mais nos detalhes do desenvolvimento de componentes específicos do sistema nervoso, como o sistema nervoso masculino, os sistemas sensoriais ou motores (ver Desenvolvimento masculino, Lanjuin e Sengupta, 2004 Von Stetina et al., 2006). As células gliais são um componente importante do C. elegans sistema nervoso (Shaham, 2006), mas uma compreensão de seu desenvolvimento é limitada a partir de agora (Yoshimura et al., 2008) e, portanto, eles não são discutidos aqui.


Circuitos Neurais do Comportamento Sexual em Caenorhabditis elegans

O conectoma recentemente determinado do Caenorhabditis elegans macho adulto, juntamente com o conhecido conectoma do hermafrodita, abre a possibilidade de uma descrição abrangente do dimorfismo sexual nesta espécie e a identificação e estudo dos circuitos neurais subjacentes aos comportamentos sexuais. o C. elegans O sistema nervoso consiste em 294 neurônios compartilhados por ambos os sexos, mais neurônios exclusivos de cada sexo, 8 no hermafrodita e 91 no masculino. Os neurônios específicos do sexo estão bem integrados no restante do sistema nervoso do homem, 16% da entrada para o componente compartilhado vem de neurônios específicos do homem. Embora os neurônios específicos do sexo estejam envolvidos principalmente, mas não exclusivamente, no controle do comportamento único do sexo - postura de ovos no hermafrodita e cópula no homem - esses neurônios agem junto com neurônios compartilhados para fazer escolhas de navegação que otimizam o sucesso reprodutivo. As diferenças sexuais em comportamentos gerais são sustentadas por considerável dimorfismo dentro do componente compartilhado do próprio sistema nervoso, incluindo dimorfismo na conectividade sináptica.


Proteínas do homeodomínio pareado e da classe LIM coordenam a diferenciação do neurônio ALA de C. elegans

A antiga origem do sono é evidenciada por vias de sinalização profundamente conservadas que regulam o comportamento semelhante ao sono, como a sinalização por meio do receptor do fator de crescimento epidérmico (EGFR). Em Caenorhabditis elegans, um estado semelhante ao sono pode ser induzido a qualquer momento durante o desenvolvimento ou na idade adulta por meio da expressão condicional de LIN-3 / EGF. A resposta comportamental ao EGF é mediada pela atividade do EGFR em uma única célula, o neurônio ALA, e espera-se que as mutações que prejudicam a diferenciação do ALA conferem resistência ao EGF. Aqui, descrevemos três desses mutantes resistentes a EGF. Um deles corresponde à proteína do homeodomínio da classe LIM (HD) CEH-14 / Lhx3, e os outros dois correspondem às proteínas HD semelhantes aos pares CEH-10 / Chx10 e CEH-17 / Phox2. Enquanto o CEH-14 é necessário para a expressão do gene específico de ALA ao longo do desenvolvimento, as proteínas semelhantes a Prd exibem contribuições temporais complementares para a expressão do gene, com o requisito de CEH-10 diminuindo conforme o de CEH-17 aumenta. Apresentamos evidências de que o CEH-17 participa de uma alça autorregulatória positiva com o CEH-14 no ALA, e que o CEH-10, além de seu papel na diferenciação do ALA, atua na geração do neurônio ALA. Da mesma forma que o CEH-17, o CEH-10 é necessário para a migração posterior dos axônios ALA, mas o CEH-14 parece regular um aspecto do crescimento do axônio ALA que é distinto daquele das proteínas semelhantes a Prd. Nossos resultados revelam modularidade parcial entre as características de um programa de diferenciação neuronal e sua coordenação por proteínas de classe HD Prd e LIM.


Como um neurotransmissor atua para coordenar um movimento composto por meio de dois receptores diferentes em C. elegans

Uma nova pesquisa feita por cientistas da Escola de Medicina da Universidade de Massachusetts mostra, no nível de uma única célula, como um estímulo externo desencadeia uma reação em cadeia molecular na lombriga transparente C. elegans, um processo no qual um único neurotransmissor coordena e cronometra duas ações separadas. Essas descobertas lançam uma nova luz sobre como os neurônios traduzem a entrada sensorial em ações e podem um dia abrir o caminho para a compreensão de como os neurônios com falha de ignição contribuem para os sintomas motores em doenças neurológicas, como a doença de Parkinson.

Os detalhes do estudo foram publicados online por PLOS Biology.

"Nós conhecemos as linhas gerais de como um circuito de comportamento funciona - um estímulo inicia uma cascata neuronal, que em última análise ativa uma célula muscular - há décadas", disse Mark Alkema, PhD, professor assistente de neurobiologia. "Os detalhes sobre como esse processo funciona, no entanto, como quais neurotransmissores agem por meio de quais receptores nos quais os neurônios permanecem um mistério até mesmo para os comportamentos mais simples.

"Esta pesquisa fornece uma resposta à questão simples de como o verme se transforma e à questão mais ampla de como uma sequência comportamental é produzida em um nível subcelular. Com o tempo, compreender o movimento voluntário em humanos exigirá a resposta às mesmas questões sobre o tempo e localização de neurônios e neurotransmissores - apenas na variedade infinitamente mais complexa de circuitos do sistema nervoso humano ", disse o Dr. Alkema.

As lombrigas se movem relaxando e contraindo alternadamente os músculos ventrais e dorsais ao longo de ambos os lados do corpo. Conforme o animal avança, ele usa sua cabeça para sondar possíveis ameaças. Um toque suave na cabeça do verme inicia uma resposta de fuga, resultando no animal cessando os movimentos da cabeça e movendo-se rapidamente para trás. Esta reação inicial é seguida de perto por uma curva ventral profunda, permitindo que ele se mova na direção oposta.

Estudos anteriores mostraram que a tiramina, um neurotransmissor monoamina semelhante à noradrenalina em humanos, está envolvida na C. elegans resposta de fuga. Especificamente, C. elegans tem um par de neurônios motores tiraminérgicos que são essenciais para coordenar a supressão inicial do movimento da cabeça e a resposta de apoio. Esses neurônios liberam tiramina, que atua por meio de um canal iônico de ação rápida chamado LGC-55 para inibir o movimento para a frente e relaxar os músculos do pescoço. Como o animal coordena esse movimento com a virada profunda subsequente que lhe permite completar a mudança de direção e se afastar da ameaça, no entanto, era desconhecido. Neste estudo, os autores fornecem evidências que ligam essa fase inicial da resposta de fuga aos estágios posteriores em que o verme faz uma curva fechada e navega para longe do perigo.

Quando C. elegans são colocados em uma superfície contendo uma alta concentração de tiramina, eles ficam imobilizados. Alkema e colegas descobriram que essa paralisia poderia ser superada pela mutação do C. elegans gene responsável pela codificação do receptor SER-2 acoplado à proteína G. Além disso, eles descobriram que o receptor SER-2 estava ativo em um conjunto de 13 neurônios que residiam ao longo do cordão nervoso ventral. As sinapses desses neurônios foram conectadas às células dos músculos ventrais correspondentes ao longo de um lado do corpo do verme.

Experimentos posteriores revelaram que o mesmo neurotransmissor-tiramina monoamina responsável pela fase inicial da resposta de escape também foi responsável pela ativação do receptor SER-2 acoplado à proteína G de ação lenta. A ativação desse receptor inibiu a liberação do neurotransmissor GABA e facilitou a contração dos músculos ventrais, permitindo que o animal completasse sua volta e retome o movimento na direção oposta.

"Este estudo mostra como a tiramina funciona através de receptores separados para produzir um comportamento complexo que requer a coordenação temporal de programas motores independentes", disse Alkema. "Agindo por meio do receptor ionotrópico de ação rápida LGC-55, o animal completa o movimento inicial interrompendo o movimento da cabeça e recuando. Ao mesmo tempo, o receptor SER-2 de ação lenta também está sendo ativado pela tiramina para completar a volta e facilitar o movimento na direção oposta.

“São os diferentes receptores que permitem a coordenação dessas ações pelo mesmo neurotransmissor”, disse Alkema. "Isso indica que a tiramina, assim como a sinalização adrenérgica em mamíferos, coordena diferentes aspectos da resposta de vôo. É possível que a ativação coordenada temporalmente de receptores ionotrópicos e metabotrópicos seja um motivo de sinalização comum empregado em organismos para orquestrar respostas comportamentais. estar perseguindo ainda mais. "


Fundo

O envelhecimento é o caminho comum que todos os organismos percorrem para chegar ao fim da jornada de uma vida. Para vertebrados com vida média de várias décadas, todo o processo de envelhecimento pode levar até 20 anos. Para Caenorhabditis elegans (lombriga) ou Drosófila (mosca da fruta) que vive por 2-3 semanas ou 2-3 meses, respectivamente, o envelhecimento ocorre em uma escala de tempo muito menor de dias a semanas. Apesar dessas diferenças na expectativa de vida, no entanto, genes ou vias de sinalização que influenciam o envelhecimento de C. elegans ou a extensão replicativa de Saccharomyces cerevisiae (fermento de padeiro) mostraram ser críticos para o controle da longevidade em mosca e em camundongos [1, 2]. Parece que essas vias genéticas comuns se adaptaram aos contextos celulares e orgânicos amplamente diversos em diferentes espécies para modular a velocidade do envelhecimento apropriada à escala de tempo de seus respectivos períodos de vida.

Em humanos, o envelhecimento do sistema nervoso compromete as funções comportamentais e cognitivas e predispõe a doenças neurodegenerativas [3-6]. Esforços enormes nos últimos anos têm sido investidos no desenvolvimento de modelos animais para doenças neurodegenerativas, como a doença de Alzheimer (DA) e a doença de Parkinson (DP). Modelando o envelhecimento do cérebro humano per se, no entanto, recebe relativamente pouca atenção. Essa dicotomia surge em parte do fato de que mutações em genes únicos estão associadas a algumas formas de DA ou DP familiar, enquanto poucas dessas mutações, se houver, foram descobertas para alterar o envelhecimento neuronal. Além disso, o envelhecimento neuronal, semelhante ao envelhecimento em outros órgãos, é provavelmente regulado por extensas interações entre redes genéticas, vias de sinalização e respostas metabólicas celulares, em vez de alguns genes. Qualquer modelagem bem-sucedida do envelhecimento neuronal exigiria, portanto, um na Vivo sistema que permite o exame extensivo de múltiplas vias genéticas dentro da expectativa de vida do animal. Claramente, a genética poderosa e o curto tempo de vida (em comparação com os ratos) de invertebrados como os vermes e a mosca atendem perfeitamente a essa necessidade. A questão é: os neurônios de vermes ou moscas envelhecem da mesma maneira que os neurônios do cérebro humano?

Envelhecimento do C. elegans sistema nervoso

Envelhecimento morfológico do neurônio

Das 959 células somáticas em um hermafrodita adulto C. elegans, 302 são neurônios, tornando-os o maior grupo único de células pós-mitóticas neste organismo [7–10]. Existem várias diferenças importantes que distinguem C. elegans neurônios de suas contrapartes mamíferas. Primeiro, C. elegans os neurônios são pequenos (5-10 μm do tamanho de soma), e a maioria deles não tem células gliais acompanhantes [10]. Neurônios sensoriais do anfídeo e do fasmídeo, que são C. elegans os órgãos sensoriais na cabeça e na cauda, ​​respectivamente, estão associados às células gliais, mas não apresentam mielinização em torno de seus processos [10]. Em segundo lugar, eles não têm canais de sódio dependentes de voltagem, e se C. elegans neurônios geram potenciais de ação típicos ainda é um assunto de debate ativo [11, 12]. Terceiro, mais C. elegans neurônios têm morfologia simples, não têm árvores dendríticas ou axônicas elaboradas (exceto para os neurônios nociceptivos FLP e PVD [13-15]) e formam sinapses en passant[10]. E por último, não há neurogênese no adulto C. elegans. Apesar dessas diferenças, C. elegans neurônios e neurônios de mamíferos são notavelmente semelhantes em termos de funções e conectividade fundamental. Na pesquisa de desenvolvimento neural, C. elegans foi demonstrado como um sistema extremamente robusto para identificar as vias genéticas que regulam a migração neuronal, a orientação do axônio e a sinaptogênese [16-18] (também bem resumido em Wormbook: http://www.wormbook.org/toc_neurobiobehavior.html). Tiling e auto evitação, que são dois mecanismos que garantem cobertura máxima e não sobreposta do campo sensorial entre diferentes neurônios ou dentro do mesmo neurônio, respectivamente, podem ser encontrados em mamíferos e na C. elegans sistemas nervosos [19, 20]. Moléculas críticas para a plasticidade sináptica nos neurônios de mamíferos, como as neuroliginas, também regulam a função do C. elegans sinapses [21]. C. elegans tem muitas modalidades sensoriais comuns aos humanos, como olfato, paladar, termossensação e mecanosensação, eles sentem oxigênio e evitam calor nocivo ou estímulos mecânicos (revisado em Wormbook: http://www.wormbook.org/toc_neurobiobehavior.html). Em todas essas modalidades sensoriais, C. elegans exibe notável plasticidade comportamental que é semelhante à aprendizagem e memória dos mamíferos [22].

Em contraste com sua robustez na neurociência do desenvolvimento, a utilidade potencial do C. elegans O sistema nervoso como modelo para o envelhecimento do cérebro dos mamíferos esteve em grande controvérsia até recentemente. Em estudos anteriores que descreveram mudanças morfológicas dependentes da idade em C. elegans tecidos, nenhuma evidência foi encontrada para a deterioração estrutural dependente da idade em neurônios, incluindo números neuronais bem preservados, colocação normal de neuritos e sinapses intactas grosseiramente e envelopes nucleares [23, 24]. Essas descrições representaram um contraste notável com o envelhecimento morfológico em outras células somáticas, onde a desorganização das miofibrilas e do colágeno cuticular, o surgimento de cavidades e a alteração na arquitetura nuclear eram evidentes em animais idosos [23, 25]. Foi difícil conciliar a preservação das estruturas neuronais com o óbvio declínio dependente da idade no bombeamento do músculo faríngeo, locomoção e vários comportamentos sensoriais [26-29], embora parte da deterioração observada nas respostas motoras pudesse ser uma consequência da degeneração muscular.

Para resolver esta discrepância em relação C. elegans envelhecimento neuronal, vários estudos recentes reexaminaram o sistema nervoso em animais idosos e revelaram mudanças morfológicas dependentes da idade em neurônios de vermes senescentes [30-32]. Descritos em maiores detalhes posteriormente neste artigo, esses defeitos neuronais dependentes da idade incluem soma neuronal disforme (Figura 1B), ramificação de neurite ectópica (Figura 1B, C) e perolização de axônio (inchaço focal) ou lesão em forma de bolha nos processos neuronais (Figura 1C). Esses defeitos neuronais dependentes da idade não apareceram até que os animais entrassem na idade adulta e eram mais evidentes em animais pós-reprodutivos. Este perfil temporal distingue esses defeitos dos defeitos de manutenção neuronal descritos por Oliver Hobert e colegas, que podem aparecer nas larvas dos mutantes [33, 34]. A maior parte da caracterização foi realizada para os neurônios mecanossensoriais de toque, aproveitando sua morfologia simples e genética de desenvolvimento bem resolvida, mas achados semelhantes também foram encontrados em neurônios dopaminérgicos e neurônios motores GABAérgicos [30-32]. No cordão nervoso ventral, os principais feixes de axônios longitudinais que percorrem a maior parte do comprimento dos animais, os axônios colinérgicos exibiam desfasciculação dependente da idade e se tornaram menos compactos [30]. Arranjos de microtúbulos desorganizados foram observados em neurônios de toque com soma disforme [30]. As mitocôndrias podem ser encontradas nos pequenos inchaços dos axônios ou nos locais de ramificação ectópica no processo dos neurônios do toque [32]. Uma redução na densidade das vesículas sinápticas também foi documentada nas sinapses do anel nervoso, o principal neurópilo de C. elegans[32]. Embora esses relatórios tenham confirmado a conclusão de estudos anteriores de que não houve perda neuronal ou defeitos de colocação de axônio no envelhecimento C. elegans, eles demonstraram claramente que a deterioração dependente da idade das estruturas neuronais ocorre no nível subcelular.

Defeitos dependentes da idade de C. elegans neurônios receptores de toque. (UMA) Diagrama esquemático de C. elegans neurônios receptores de toque, vista lateral. Para simplificar, apenas um dos neurônios ALM e PLM bilaterais foi mostrado. VNC, cordão nervoso ventral. (B) Imunofluorescência de microtúbulos acetilados na soma de neurônios ALM jovens e idosos. Comparado com o neurônio jovem, o velho neurônio ALM mostrou brotação aberrante do soma (asteriscos) e desorganização marcada dos microtúbulos. (C) Defeitos nos axônios dependentes da idade nos neurônios do toque. Neurônios ALM ou PLM foram visualizados em animais vivos com GFP expresso a partir do neurônio de toque específico mec-4 promotor. As setas marcam lesões semelhantes a bolhas (canto superior esquerdo, ALM), beading (canto superior direito, PLM), bolhas (canto inferior esquerdo, PLM) e processos ondulados (canto inferior direito, PLM). Os asteriscos marcam a ramificação da neurite no PLM.

Esses defeitos neuronais dependentes da idade são semelhantes aos encontrados no sistema nervoso de outras espécies? Neuritos distróficos caracterizados por germinação anormal e formação de varicosidades ou esferóides axonais foram descritos em cérebro humano senescente [35]. Esses defeitos morfológicos eram uma reminiscência da ramificação da neurita ou perolização do axônio encontrada no C. elegans receptor de toque e neurônios GABérgicos [30-32]. É importante ressaltar que nenhuma perda neuronal significativa é encontrada na maioria das áreas dos cérebros de mamíferos em envelhecimento, incluindo os dos primatas [3, 4]. O declínio dependente da idade na organização sináptica foi encontrado na junção neuromuscular de Drosófila e camundongo, e nas sinapses cerebelares de rato [36-38]. As células de Purkinje, que são os neurônios de projeção no cerebelo, em ratos idosos mostraram diminuição do número de pequenas espinhas dendríticas e aumento da densidade de espinhas dendríticas maiores [38, 39]. Defeitos em estruturas pré-sinápticas e densidade de vesículas sinápticas também foram documentados em C. elegans[32]. Portanto, parece que alguns dos fenômenos fundamentais no envelhecimento neuronal são conservados em C. elegans e em outras espécies.

A biologia celular de C. elegans envelhecimento neuronal

How morphological aging of the neuron occurs over time is a fundamental but largely unanswered question. Even with the advance in imaging technology, imaging the same neuron over the entire life span of individual animals remains a daunting feat in mammals. This is where the simple neuronal architecture, body transparency and short life span of C. elegans could reveal unprecedented novel insights into the evolution of age-dependent neuronal defects over the entire adulthood of the animal. By imaging the same touch neuron over the entire adulthood of the worm until its death, Pan et al. reported striking dynamic changes of neuronal sprouting during the course of aging (Figure 2) [30]. New sprouts could emerge from the neuronal soma as late as day 12, a relatively late time point in a wild-type C. elegans that lives two to three weeks on average [30]. The emergence of supernumerary sprouts likely represents a failure in cellular mechanisms that would normally prevent the formation of ectopic structures, rather than an enhanced ability to generate new branches in response to the wear-and-tear aging process, because the ability to regenerate the axon following axotomy was drastically reduced in adult C. elegans[40–43]. Retraction or splitting of neurite sprouts was also observed. Large bubble-like lesions formed by coalescence of smaller vesicle-like foci in the proximal touch neuron processes [30]. Although various axonal defects had been documented, such as beading, blebbing or bubble-like lesions, they could represent different stages of the same pathology in active progression. For example, impairment in axon transport may cause focal cytoplasmic swelling seen as beading, which may further progress to impede the transport of large organelles, such as mitochondria, and form small bubble-like lesions where the obstructed organelles excluded the cytoplasmic GFP signal [32]. On the other hand, large bubble-like lesions probably reflect the early phase of axon splitting, because the bubble could extend over long distance and was not labeled by organelle markers [30]. While these morphological characterizations did not identify the molecular mechanisms behind neuronal aging, they did provide a framework and context for future mechanistic studies.

Temporal evolution of neuronal defects during aging in C. elegans . The same ALM neurons in the wild type were imaged at different time points over the animals’ lifespan lateral view, anterior is up. Neurons were labeled by a touch cell-specific GFP reporter. Scale bar = 5 μm or 1 μm (A, insets). (UMA) The posterior process of the ALM neuron (arrow) remained static from D5 to D14 but retracted later. Arrowheads mark an ectopic sprouting from the soma, which was truncated between D3 and D5, and completely retracted on D15. Insets highlight the development of a bubble-like lesion in the proximal ALM process. The animal died on D16. (B) The ALM grew a posterior process on D1, which continued to lengthen between D1 and D5, and branched at D8 (arrow). An ectopic branch emerged from the dorsal side of the cell body at D12 (lower panel, double arrows). On D17, another short sprouting grew at the anterior aspect of the neuron (arrowhead). The three images of the right lower panel were taken from different focal planes. Images were originally published in the Proceedings of the National Academies of Sciences of the U.S.A. and reused with permission [30].

Functional aging of the neurons

Age-dependent deterioration in neuronal morphology suggests that neuronal dysfunction contributes to motor and behavioral decline in old C. elegans. Cai and Sesti had shown that age-dependent oxidation of the potassium channel KVS-1 was responsible for the observed decline in the chemotactic behaviors of old worms, and expression of an oxidation-resistant KVS-1 in the chemosensory neurons conferred resistance to age-dependent chemotactic deficits [44]. While this observation strongly suggested that neuronal dysfunction occurs in old worms, a direct measurement of neuronal activity in aged animals had been lacking, owing to the technical difficulty of recording electrical activity from the relatively small C. elegans neurons. A breakthrough came when Liu et al. assayed the function of cholinergic and GABAergic motor synapses by directly recording their postsynaptic muscle cells [45]. While activation of the muscle membrane, measured as the postsynaptic current (PSC) in electrical recording, has contributions from both the presynaptic neuron (neurotransmitter release) and the postsynaptic muscle (density and function of the neurotransmitter receptors), the frequency of spontaneous PSC is an accurate indicator for presynaptic release function. Liu et al. observed a progressive decline in the release of neurotransmitters from the presynaptic terminal that began as early as day 7, which correlated with the decrease in locomotion and suggested age-dependent neuronal dysfunction [45]. Strikingly, function of the muscle, judged from the evoked PSCs and the contractibility induced by the cholinergic agonist levamisole, was preserved at the time when presynaptic functions started to deteriorate, and only began to show deficits between day 11 and day 15 [45]. Additional electrophysiological characterization by the authors led to the conclusion that middle-age motor neurons first developed defects in synaptic vesicle fusion, followed by deficits in neurotransmitter contents and synaptic vesicle priming or docking at the neuromuscular junction [45].

While an early decline in neurotransmitter release at motor synapses had been established in C. elegans, other dimensions of neuronal functions, such as membrane excitability and axon transport, had not been examined in the context of aging. For example, does the emergence of beading or bubble-like lesions in the touch neuron processes correlate with compromised cargo transport in these cells? Do aberrant neurite branching or wavy processes interfere with the generation or propagation of electrical activity along the neuronal membrane? Since many behavioral correlates of neuronal functions in C. elegans depend on locomotion responses that are heavily affected by muscle contractility, answers to these questions will require direct measurement of neuronal activity by electrophysiology or fluorescence-based methods. Several recent technological advances make it possible to begin to address these questions fundamental to neuronal aging. For example, FRET (förster/fluorescence resonance energy transfer) or GCaMP-based measurement of neuronal calcium transients in animals immobilized in a microfluidic device allows for assessment of neuronal activity in response to various sensory stimuli [46–50]. With the addition of optogenetic tools derived from the channelrhodopsin and related light-sensitive channels [51, 52], it is becoming possible to address functional decline in the aging C. elegans nervous system, at single-cell level, in the context of intact neuronal circuits.

Genetic control of C. elegans neuronal aging

Neuronal aging is influenced by longevity genes

Mutations that alter the worm life span had been shown to affect the speed of tissue aging in a manner similar to how these mutations influence longevity. For example, mutations in the FOXO3 transcription factor daf-16 and the heat shock transcription factor hsf-1 shortened life span and accelerated morphological aging of the head and the germline (Table 1) [1, 2, 25, 53–55]. By contrast, mutations in daf-2, which encodes the insulin-like growth factor (IGF) receptor and inhibits daf-16 functions, dramatically extended the life span and delayed tissue aging [1, 2, 53, 56]. The impact of these longevity genes on the structural and functional aging of C. elegans neurons was also confirmed. In short-lived daf-16 ou hsf-1 animals, neurons displayed more defects at earlier ages, and genetic analysis indicated that daf-16 e hsf-1 function in a common pathway [30–32]. No daf-2 animals with a long life span, many of the structural defects were delayed or ameliorated, and the decline in presynaptic functions was dramatically reduced [30–32, 45]. Mutações em clk-1, a demethoxyubiquinone hydroxylase required for mitochondrial respiration, extended life span and ameliorated excessive neurite branching in old animals [31].

Longevity genes could cell-autonomously act in the neurons to influence cellular aging. Alternatively, they may impact neuronal aging by modulating life span at the organismal level, acting non-autonomously outside the nervous system. The findings by Pan et al. were consistent with this view, where expression of daf-16 in the neurons failed to rescue premature neuronal aging of the daf-16 mutant [30]. Desde a daf-16 functions largely outside the nervous system to regulate C. elegans life span [1, 2], this observation indicates that accelerated neuronal aging in the daf-16 mutant is a consequence of shortened life span at the whole animal level. These findings are also consistent with a recent report that homeostasis of protein quality control, an important factor in cellular aging, in the C. elegans muscles could be regulated non-autonomously [57]. However, Tank et al. found that re-introduction of daf-16 in the neurons of the daf-16 daf-2 double mutant made the touch neurons look similar to the daf-2 mutant touch neurons, with fewer age-dependent neurite branching compared to the wild type [31]. While this was a context slightly different from that in the study by Pan et al. and focusing only on neurite branching but not other types of neuronal aging defects, it seemed to suggest that at least for preventing ectopic branching, daf-16 could act cell-autonomously in the neurons. It remains to be determined whether daf-16 acts in more than one tissue to regulate cellular aging of the neurons.

It had been shown that behavioral decline in the mouse Aβ-based AD model was partially ameliorated by eliminating one copy of the IGF receptor. At the cellular level, compared to control AD mice, reactive astrogliosis (proliferation of astrocytes) was also reduced in Igfr(+/-) AD mice. While direct evidence that reduction of insulin signaling delays mammalian neuronal aging is pending, these observations support the idea that genetic mechanisms of aging are conserved in C. elegans and in mammals, and that manipulations that delay organismal aging can be promising disease-modifying therapeutics for human neurodegenerative disorders.

Cell-autonomous factors for neuronal aging

Non-autonomous factors regulate the speed of aging across different tissues and serve to coordinate aging in individual tissues at the organismal level. By contrast, genes that act directly in the neurons impact neuronal aging by modulating cellular structures and functions (Figure 3). Um conjunto de mec (para mechanosensitivity) genes are specifically expressed in the touch neurons and essential for their activation by sensory input [58–60]. These include genes that encode DEG/ENaC-type sodium channels (mec-4, mec-10) [58, 59, 61], channel accessory proteins (mec-2, mec-6) [58, 62], extracellular matrix proteins (mec-1, mec-5, mec-9) [58] and touch neuron-specific tubulins (mec-7, mec-12) [63, 64]. Pan et al. found that in many of these mec mutants (mec-7 was not tested), touch neurons showed premature neuronal aging due to a lack of sensory-evoked membrane activity [30]. When synaptic transmission was blocked, GABAergic neurons showed increased axon beading, suggesting that membrane activation by presynaptic input or the synaptic release function is necessary to prevent premature aging of the neuron [30]. Additional age-dependent pathology of wavy axon, axon blebbing and branching was observed in the mec-1 e mec-5 mutants, in which the normal attachment of the touch neurons to the neighboring hypodermal cells was disrupted [30]. Tank et al. found that the c-Jun terminal kinase jnk-1 and its upstream kinases, jkk-1 e mek-1, were required to prevent the formation of ectopic neurite branching during aging [31]. o jnk-1, jkk-1 e mek-1 mutants showed more neurite branching than the wild type, and the increase in supernumerary branches of the jnk-1 mutant could be eliminated when jnk-1 expression was restored to the neurons [31]. Recently, it was reported that PTL-1, the C. elegans homolog for the microtubules-associated protein Tau, was required for adult touch neuron maintenance [65–67]. The touch neurons in the ptl-1 mutants showed more age-dependent defects than the wild type [67]. Microtubule disorganization occurred in the soma of senescent touch neurons [30], so it is possible that PTL-1 maintains normal neuronal structure during aging by regulating microtubule structures. Mutations in the integral nuclear envelope protein LMN-1/lamin triggered premature neuronal aging and markedly shortened life span [24, 30]. In summary, genes that promote membrane activity, nerve attachment, stress response (the JNK/MAPK pathway) and the integrity of cytoskeleton and nuclear envelope are involved in maintaining postmitotic neurons against aging.

Schematic model of genetic and signaling networks that regulate maintenance and aging in C. elegans touch neurons. The touch neurons and their processes are ensheathed by the cytoplasmic extension of the neighboring hypodermal cell. Extracellular matrix containing the EGF- and Kunitz-domain proteins MEC-1 and MEC-9, and also atypical collagen MEC-5, was deposited between the touch neurons and the hypodermal cell. It is generally speculated that MEC-1, MEC-5 and MEC-9 tether the mechanosensory transduction channels, composed of MEC-2, MEC-4, MEC-6 and MEC-10, on the touch cell membrane and mechanically gate these channels. Although Tank et al. [31] had shown that components in the MAPK pathways, including JNK-1, JKK-1 and MEK-1, maintain touch neuron structures by inhibiting aberrant branching during aging, signals that activate these genes as well as their effectors or targets remain elusive. Genes that encode components of the microtubule cytoskeleton (MEC-12/α-tubulin and PTL-1/Tau) or the integral nuclear envelope protein (LMN-1/lamin) are also important for maintaining postmitotic neurons in C. elegans. For simplicity, this schematic diagram was generated in the form of the neuronal soma, but similar models could also apply to the process of the neuron.

As described above, many mutations that alter the progression of neuronal aging also influence life span, raising the possibility that the observed changes in the speed of neuronal aging are merely a consequence of organismal aging. jnk-1, ptl-1 e vários mec mutant strains had shortened life span [30, 31, 67], and it remains to be determined whether the increase of age-dependent neuronal defects in these mutants is a consequence of premature aging at the organismal level. Several lines of evidence, however, indicate that neuronal aging and life span could be uncoupled. First, mec-1 e mec-12 animals showed comparable life span to that of the wild type, indicating that the observed increase in age-dependent neuronal defects of these two mutants was not secondary to life span reduction [30]. Second, mutations in comer-2, which encodes a nicotinic acetylcholine receptor (nAChR) subunit [68], increase the worm life span by reducing pharyngeal pumping and food intake nevertheless, comer-2 animals showed neuronal aging comparable to that in the wild type [30]. Clearly, cellular senescence could progress independent of organismal aging.

Is there proteinopathy in C. elegans neurons?

One of the most important but poorly understood questions in modeling human brain aging with C. elegans is the involvement of abnormal protein aggregates, the so-called “proteinopathy” theory. In the normal aging brain of human, extracellular aggregates of β-amyloid peptides could be found in small quantity, with occasional intracellular Tau aggregates in the neurons [3–6, 35]. The significance of these asymptomatic protein aggregates in human neuronal aging is a matter of much controversy. o C. elegans APL-1 is a homolog for human β-amyloid precursor protein [69, 70]. Although neuronal APL-1 overexpression disrupted several behaviors such as olfactory and gustatory learning or touch habituation [71], whether or how neuronal structures and functions were impaired was undetermined, and documentation of APL-1 protein aggregation was not addressed. It is unknown either whether APL-1 aggregation is part of physiological aging in C. elegans neurons. As described above, mutations in the C. elegans Tau gene ptl-1 resulted in touch insensitivity, premature touch neuron aging and shortened life span [67]. While introducing the human Tau into the ptl-1 mutant rescued the touch insensitivity, it did not significantly rescue the neuronal or life span deficits [67]. Curiously, human Tau expression in the wild-type C. elegans seemed to be toxic, as animals were touch-insensitive and had more neuronal defects with shorter life span [67]. These observations suggest that not all functions of Tau are conserved, and exogenous human Tau, even in its wild-type form, could be toxic either by dominant-negative or neomorphic effects. Like the case of APL-1, whether PTL-1 forms aggregates in aging C. elegans neurons is undetermined. These studies highlight the species-specific features of β-amyloid precursor, Tau, and probably other proteins implicated in human neurodegenerative diseases. Therefore, extreme care should be taken when interpreting data of expressing human disease-related proteins in the worm cells.

Interestingly, recent studies have shown that cellular proteins do show a tendency to form insoluble aggregates in old C. elegans, which could be suppressed by a life-extending daf-2 mutation [72]. David et al. further demonstrated that such protein aggregates, while not affecting the animals’ locomotion on its own, aggravated paralysis induced by the expression of a pathogenic polyglutamine Yellow Fluorescent Protein (Q35-YFP) [72]. One of the possibilities is that aggregates of innocuous, physiological proteins facilitate the nucleation of pathogenic molecules and increase their cellular toxicity. Another possibility is that these aggregates recruit cellular proteins required for neuronal function, which then leads to compromised cellular physiology in the neuron. Although aggregates of Tau, α-synuclein or polyglutamine proteins are a widely recognized finding in human neurodegenerative diseases, whether aggregation of non-pathogenic proteins normally occurs during human aging remains poorly understood. Estudos em C. elegans offer a good starting point to address this issue, which is central to the protein aggregation theory of cellular senescence.


Chieh Chang, PhD

The research in Dr. Chang's laboratory addresses these questions: How do neurons regulate transition of sequential events in neuronal connectivity from axon pathfinding to synapse formation? How do neurons regenerate and repair themselves after injury? How do engulfing cells clean up neuronal “waste” after neuronal degeneration? How are neuronal degeneration and regeneration related? How does age influence the intrinsic nerve growth ability? What mechanisms govern dendritic arborization of the nociceptive neurons to ensure uniform sensory coverage of skin that envelops the entire animal body? Dr. Chang asks these questions mainly in the context of nematode C. elegans with an overarching goal of establishing basic principles underlying development and regeneration of neural circuits that can be applicable to other model organisms. Dr. Chang has studied signaling mechanisms that control gene expression, organogenesis, nerve pathfinding, and nerve regeneration in C. elegans for nearly nineteen years. Recently, Dr. Chang's lab identified several timing mechanisms regulating orderly neuronal connectivity and regeneration change.

Research Directions
Forty percent of genes identified in the human genome have a homolog in C. elegans. Genes that allow neurons to connect with each other to form functional neural circuits are highly conserved between C. elegans e humanos. Dr. Chang’s lab studies mechanisms regulating neuronal connectivity and regeneration in C. elegans. The molecules that guide neuronal connectivity and regenerate nerves in C. elegans are similar to those that used in human. Thus, what Dr. Chang's lab learns in C. elegans will likely be relevant to the development and regeneration of the human nervous system.

Nerve Pathfinding
During development of the C. elegans nervous system, axons of many neurons, including the anterior ventral microtubule (AVM) axons, are guided to the ventral nerve cord by the UNC-6 (netrin) attractant recognized by its receptor UNC-40 (DCC). Upon reaching the ventral nerve cord, the AVM axon changes its trajectory and moves anteriorly to the nerve ring, a neuropil generally viewed as the animal’s brain. Axons are attracted to targets, but must switch their responsiveness upon arrival so that they are no longer sensitive to guidance cues and can proceed with synapse formation. In Drosophila and vertebrates, netrin signaling is inhibited by slit-induced Robo receptor binding to netrin receptor DCC. However, it is unclear how the netrin signaling is inhibited in C. elegans AVM neurons at targets. Dr. Chang's lab is using a genetic and optical approach to identify molecular mechanisms that inhibit netrin attraction.

Nerve Regeneration
o C. elegans nervous system is composed of 302 neurons with a complete map of all axon trajectories and synaptic connections. The transparency and small size of C. elegansallow us to visualize axonal development and axonal regeneration using time-lapse fluorescent microscopy as well as perform axotomy on any neurons with femtosecond laser ablation in live animals. Femtosecond laser ablation is a new optical scalpel with exquisite precision and reproducibility. The nanometer precision of femtosecond laser ablation as well as the million-fold shorter exposure interval allow us to snip individual nerve fibers without collateral damages to the cell body or neighboring fibers.

Usando C. elegans as a model organism to study nerve regeneration enables Dr. Chang's lab to identify several regeneration patterns that are conserved between C. elegans and vertebrates. For example, Dr. Chang's lab observes in C. elegans the dichotomy of robust regeneration in the peripheral nervous system versus nonregenerating neurons in the central nervous system. In addition, like vertebrate neurons, C. elegans neurons lose nerve growth ability as they age, but it is not known why. Many of the positive regulators of nerve growth have been identified and well studied. Dr. Chang's major goal is to test a related hypothesis: that there are also negative regulators of nerve growth that limit the brain’s ability to grow out nerves. Are there more of these negative regulators in an aging brain than in the baby’s brain? If such molecules exist, then blocking their function in the aging brain might rejuvenate neurons to a growing state in which neurons can regenerate better. This project has the potential to open the new door for treatment of neurodegenerative diseases of aging by harnessing hidden neuronal ability to reorganize itself.

Nerve Degeneration
Dr. Chang's lab is also interested in understanding how engulfing cells help clean up neuronal “waste”. In mammals, flies, and worms, when a neuron’s connection is injured, it degenerates and sheds debris. When that happens, engulfing cells move in the injury site and remove these wastes. Dr. Chang wants to understand why it is important to remove nerve debris and to identify the mechanisms that allow engulfing cells to sense debris and engulf them. Nerve debris can also be generated during developmental pruning, which is a process widely used for the refinement of the neural circuit assembly. Dr. Chang's lab is investigating whether similar mechanisms are used for removal of these early neuronal wastes.


CONCLUDING REMARKS

More than half a century after Sydney Brenner first formulated his C. elegans research program, 1, 2 it is deeply satisfying to see how the C. elegans field has moved toward fulfilling Sydney Brenner's vision of using the tools of the microbial genetic trade, in combination with his visionary map making efforts, to understand how a nervous system develops. One reason this research program has been particularly successful in the nervous system is the lack of pleiotropies associated with regulators of terminal neuronal identity. In fact, such lack of pleiotropies was recognized by Brenner very early in his analysis of behavioral mutants by electron micrographical analysis. 167 Molecular, functional and expression studies subsequently revealed that most transcription factors that are components of the regulatory map are exclusively expressed in the nervous system, i.e., they do not have what could be essential functions elsewhere which could have prevented their retrieval from forward genetic screens. Within the nervous system many of these factors also appear to be committed to controlling terminal differentiation, without being involved in earlier patterning events. One exception to this notion are the unc-30 e ceh-36 terminal selectors, which, apart from their terminal selector function in distinct neuron types, have redundant function in controlling earlier lineage decisions. 165 These findings illustrate the importance of not solely relying on forward genetic screens, but also taking into account expression patterns and hence possibly redundant gene functions.

One major future challenge lies in connecting terminal regulators of neuronal identity to early lineage patterning events. Using automated lineage tracing in combination with RNAi-mediated gene knockdown, Du et al. have recently identified a large number of genes with roles in early lineage specification. 168 How these genes are coupled to the induction of expression of terminal selectors requires future exploration.

In addition to studying early neuronal patterning events, a great number of questions remain at the level of terminal differentiation programs. For example, the nature of the combinatorial codes of transcription factors that control the differentiated state should be more extensively characterized, perhaps with a specific focus on the

100 homeobox genes encoded by the C. elegans genoma. Importantly, we need a much more comprehensive understanding of the extent to which terminal differentiation programs are controlled in a coregulatory manner by terminal selector-type transcription factors versus being regulated in a piecemeal manner by distinct cohorts of transcription factors. One important step in this direction needs to be a systematic transcriptome analysis of each and every neuron in the worm. This is now technically feasible and it is easy to predict that the worm, after having been the first organism with a lineage, connectome, and genome, will also be the first with a complete expression atlas with single-cell resolution. The regulatory programs that control panneuronal genes (e.g. synaptic vesicle machinery) also need to be better understood. The plasticity of the terminally differentiated state will also need to be examined on a much more detailed level. For example, how do postmitotic, embryonically generated neurons alter their differentiated state at defined postembryonic time points? How does circuit activity impinge on the differentiated state of specific neuronal circuit components? How does the sexual identity of the organism impinge on neuronal differentiation? Many of these questions can be addressed by continuing to pursue Sydney Brenner's vision, building higher resolution and now multidimensional maps (gene expression maps at distinct time points, under distinct external conditions), and by then exploiting the unique strengths of the C. elegans model system to genetically dissect these molecular maps through classic mutant analysis.


Assista o vídeo: Daniel Colon-Ramos YaleHHMI 1: Cell biology of the synapse and behavior in C. elegans (Agosto 2022).