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Como medir a área de superfície de bactérias em placas?

Como medir a área de superfície de bactérias em placas?


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Para meu projeto, estou cultivando levedura de padeiro e probióticos em duas culturas líquidas antes de misturá-los e colocá-los em placas. Estou tentando medir o impacto dos probióticos na levedura. Como posso medir a quantidade de fungos na placa, seja por contagem de células ou área de superfície?


Você pode contar as colônias individuais na placa, sendo esse número o número de "Unidades Formadoras de Colônias" (UFC), pois teoricamente, apenas uma única célula é necessária para gerar uma colônia.

No entanto, para fazer isso, você precisará fazer uma diluição em série de suas culturas líquidas antes de plaquear, de modo que você teria uma placa de 10 $ ^ 0 $ de diluição, depois 10 $ ^ 1 $, 10 $ ^ 2 $ e assim por diante , geralmente é realizada uma diluição de dez vezes.

Esperançosamente, isso renderá pelo menos uma placa com um número contável de colônias, ou seja - não muitas e não poucas - geralmente 30-300.

cfu / ml = (nº de colônias x fator de diluição) / volume de cultura semeada

Isso geralmente resulta em um número muito grande, então é comum pegar o registro desse número e relatá-lo como seu resultado.

E então você poderá comparar seus resultados entre os probióticos. É uma boa ideia fazer réplicas de cada diluição!


Como otimizar o método da placa descartável para enumerar bactérias

O método da placa gota (DP) pode ser usado para determinar o número de bactérias suspensas viáveis ​​em um volume de copo conhecido. O método da placa solta tem algumas vantagens sobre o método da placa espalhada (SP). Menos tempo e esforço são necessários para dispensar as gotas em uma placa de ágar do que para espalhar um volume de amostra total equivalente no ágar. Distribuindo a amostra em gotas, a contagem de colônias pode ser feita mais rapidamente e talvez com mais precisão. Apesar de estar presente no laboratório há muitos anos, o método da placa drop não foi padronizado. Alguns técnicos usam diluições de 10 vezes, outros usam duas vezes. Alguns técnicos aplicam um volume total de 0,1 ml, outros colocam 0,2 ml. A combinação ideal de tais fatores seria útil para saber ao executar o método da placa de gota.

Esta investigação foi conduzida para determinar (i) o desvio padrão da estimativa de densidade bacteriana, (ii) o custo de realização do procedimento de placa de gota, (iii) o projeto de placa de gota ideal e (iv) as vantagens do método de placa de gota em comparação com o método padrão da placa espalhada. O projeto ideal é a combinação de configurações de fator que atinge o menor desvio padrão por um custo fixo. Técnicas de simulação por computador e análise de regressão foram usadas para expressar o desvio padrão em função do volume do copo, fator de diluição e volume revestido. A expressão do desvio padrão também é aplicável ao método da placa espalhada.


Introdução

O método da placa drop (DP) exibe muitas características positivas. Os procedimentos de galvanização e contagem requerem menos mão de obra do que métodos alternativos. As etapas de galvanização e contagem são muito convenientes e gerenciáveis. Em placas adequadamente secas, as gotas serão absorvidas rapidamente no ágar. Distribuindo a amostra em gotas, a contagem de colônias pode ser feita mais rapidamente e talvez com mais precisão. O método da placa descartável gasta relativamente poucos suprimentos. Uma pesquisa em banco de dados bibliográficos e uma pesquisa na web em todo o mundo mostraram que o método da placa solta está sendo usado em vários laboratórios em todo o mundo. Apesar de seu uso generalizado, o método DP não foi padronizado.

Os primeiros avanços no desenvolvimento do método da placa descartável são creditados a vários autores. Esses autores descreveram, de forma resumida, a adaptação das pipetas descartáveis ​​à técnica de contagem em placas de bactérias, em particular Wilson (1922), Aitken et al. (1936), Kenny et al. (1937), von Haebler e Miles (1938), Miles et al. (1938), Snyder (1947), Reed e Reed (1948) e Badger e Pankhurst (1960). O Miles et al. e os artigos de Snyder incluem uma análise estatística da precisão do método. Em particular, Miles et al. derivou a variância das contagens de placas usando distribuições binomial e de Poisson, onde as contagens de placas foram calculadas em média sobre todas as gotas e placas. Badger et al. testaram os efeitos da utilização de diferentes pipetas, das variações entre gotas da mesma pipeta, das variações entre enchimentos sucessivos de uma pipeta da mesma diluição e das variações entre placas. Os resultados desses testes mostram que não há diferença significativa entre pipetas, gotas ou placas.

O processo de galvanização distingue o método da placa drop (DP) de métodos alternativos. A alternativa mais popular é o método da placa espalhada (SP). No método SP, 0,1 ml de uma amostra líquida é inoculada em uma placa de ágar. A amostra líquida é espalhada no ágar com um taco de hóquei esterilizado à chama, imobilizando as células na superfície do ágar. As unidades formadoras de colônias (UFC) são contadas após um período de incubação apropriado. Para o método DP, entretanto, o volume da amostra é dispensado na placa de ágar em um número fixo de pequenas gotas separadas. Após a incubação das placas, as colônias dentro das gotas são contadas e as contagens são aumentadas para estimar o número total de UFC no volume inicial do béquer. Como a contagem está confinada às gotas, o método DP não é recomendado para organismos que apresentam um tipo de enxameação de motilidade, por exemplo, Proteus mirabilis, P. vulgaris, e Vibrio parahaemolyticus.

A medição precisa e precisa do volume da gota é absolutamente necessária para o método DP. Donald (1915) foi o primeiro a descrever um método para a medição precisa do volume de fluido por meio de gotas. Fildes e Smart (1926) expandiram o procedimento e desenvolveram métodos de preparação e calibração da pipeta. Hoje, um pipetador eletrônico, que custa menos de US $ 400, possui as qualidades de alta exatidão e precisão.

O método DP é uma mistura de componentes microbiológicos e componentes de design. Os fatores microbiológicos são fixados pelo objetivo do experimento. Eles incluem as espécies bacterianas, cepas e condições de crescimento (por exemplo, meio, ágar, temperatura, tempo). Este artigo se concentrará apenas nos fatores de projeto (i) volume do béquer, (ii) fator de diluição e (iii) volume revestido. Ao longo deste artigo, qualquer combinação específica de níveis desses três fatores será chamada de caso de design. O volume do copo é sinônimo de volume de cultura inicial. As bactérias no copo podem ter se originado em uma amostra do ambiente ou aparato experimental. A amostra pode ser um volume de líquido de um quimiostato de laboratório, água recreativa ou água potável. Se a amostra fosse um semissólido, como sedimento, solo ou alimento, seria misturado com um líquido, criando assim a suspensão do volume do copo de bactérias desagregadas. Em estudos de biofilme, é prática comum remover o biofilme de uma área de superfície conhecida e desagregar as bactérias no copo. Observe que os métodos de desagregação estão fora do escopo deste artigo. Nossas análises presumem que as bactérias foram adequadamente desagregadas e são misturadas aleatoriamente no copo.

Para obter colônias distintas e não sobrepostas na placa de ágar, a amostra a ser contada deve quase sempre ser diluída. Como o técnico tem apenas uma estimativa aproximada da contagem viável com antecedência, geralmente é necessário fazer mais de uma diluição. O fator de diluição é um número que define o nível de diluição. Um fator de diluição maior indica uma diluição multiplicativa maior. Por exemplo, um fator de diluição de 10 especifica diluições de 10 vezes da amostra e um fator de diluição de dois especifica diluições de duas vezes. Este fator governa parcialmente a extensão da série de diluição. As estimativas de densidade com base em diluições de 10 vezes geralmente envolvem menos diluições totais do que se fossem baseadas em diluições de duas vezes. As diluições duplas, entretanto, geralmente melhoram a precisão da estimativa da densidade.

Muitos projetos diferentes existem e foram implementados em laboratórios. Por exemplo, o volume plaqueado variou de 0,1 ml (10 gotas de volume de 10 μl de Zelver et al., 1999) a 0,12 ml (seis gotas de volume de 20 μl de Miles et al., 1938) a 0,15 ml (seis gotas de volume de 25 μl Reed e Reed, 1948). Para aplicar o método DP, os técnicos de laboratório devem escolher a quantidade de gotas que compõe o volume plaqueado. No entanto, o número de gotas não afeta diretamente o desvio padrão da estimativa de densidade. O número de gotas é incorporado ao cálculo apenas porque o volume folheado é igual ao número de gotas vezes o volume da gota. Os cálculos são os mesmos para 10 gotas de 20 μl e para 20 gotas de 10 μl, que são os mesmos para qualquer combinação de número de gotas e tamanho da gota, que quando multiplicados juntos equivalem a um volume chapeado de 0,2 ml.

O resultado (ou resultado) do método DP é uma estimativa da densidade dos microrganismos com unidades de UFC por volume do copo. A precisão da estimativa da densidade é indicada por seu desvio padrão (DP). O plaqueamento de um volume maior leva a mais informações sobre a verdadeira densidade dos microrganismos. Por sua vez, mais informações anteriores sobre a densidade verdadeira conduzem a menos variabilidade na estimativa de densidade, ou seja, um SD menor. Em teoria, se todo o volume do béquer for banhado e contado, o DP seria zero. Obviamente, plaquear e contar todo o volume do copo não é realista em termos de custo. Portanto, um compromisso entre precisão e custo deve ser feito.

Os objetivos deste artigo são determinar (i) o SD da estimativa da densidade bacteriana, (ii) o custo de realização do procedimento de DP, (iii) o projeto DP ideal e (iv) as vantagens do método de DP em comparação ao método SP.


Perguntas da Bacteria Science Fair - Algumas perguntas básicas e complexas sobre bactérias (04 / nov / 2005)

Apenas me ocorreu. Usando um espectrofotômetro, o tipo / concentração do ágar não afetaria os resultados, dependendo de quão denso ou opaco / transparente é o meio? Claro, eu poderia comparar os resultados que usam o mesmo ágar, mas para meu experimento há 6 ágares diferentes. Isso afetará os resultados do espectrofotômetro? Dramaticamente? Não muito? Obrigado

P.S. - Ainda não sei se tenho um disponível para mim. se eu não fizer isso, terei que voltar à ideia da área de superfície.

Você não usaria ágar.

Sim, os diferentes meios líquidos bloquearão a luz em taxas diferentes. Para corrigir isso, você usa um espaço em branco para cada tipo de mídia antes de ler a negação ótica das culturas que crescem nessa mídia. Um branco é simplesmente um tubo com algum meio estéril nele, do tipo em que sua bactéria está crescendo. Você coloca este tubo no espectrofotômetro e o ajusta para zero - assim você contabilizou a absorbância do meio. Retire o branco, coloque sua cultura, e a leitura do OD é devido às suas células, uma vez que você já subtraiu o efeito da mídia.

Você não usaria ágar.

Sim, os diferentes meios líquidos bloquearão a luz em taxas diferentes. Para corrigir isso, você usa um espaço em branco para cada tipo de mídia antes de ler a negação ótica das culturas que crescem nessa mídia. Um branco é simplesmente um tubo com algum meio estéril nele, do tipo em que sua bactéria está crescendo. Você coloca esse tubo no espectrofotômetro e o ajusta para zero - assim, você contabilizou a absorvância do meio. Retire o branco, coloque sua cultura, e a leitura do OD será devido às suas células, uma vez que você já subtraiu o efeito da mídia.

Tenho boas e más notícias. A boa notícia é que nossa escola tem (talvez 2) espectrofotômetros que acho que posso usar. A má notícia é que o kit (que já chegou na minha casa e acho que não posso devolvê-lo, foi aberto para receber o cupom para envio de material vivo) veio com ágares, então talvez a especificação . a ideia não funcionará, afinal. Não há como converter esses ágares do kit em meio líquido. Caso contrário, acho que não tenho tempo suficiente para fazer / comprar, além disso, os ágares / suprimentos que tenho seriam um desperdício.

Como não resta muito tempo para fazer nossos experimentos, e estou um pouco atrasado porque ainda estou um pouco indeciso sobre o que fazer, acho que posso ir com a ideia da área de superfície. Quais são suas dúvidas? Isso ainda medirá o crescimento bacteriano, não é? Ainda vai mostrar diferenças entre o crescimento bacteriano em ágares mais e menos concentrados, certo?

Acho que minha maior preocupação é controlar o experimento. Como você iniciará cada cultura exatamente com a mesma largura, por exemplo, exatamente com o mesmo inóculo? As estrias devem ser uniformes em largura e quantidade de bactérias para que você possa medir o crescimento de maneira comparável.

Veja desta forma: se você espalhar algumas bactérias em uma linha em algum ágar sem aditivo e fizer exatamente a mesma coisa com a mesma bactéria em uma segunda placa do mesmo ágar sem aditivo, e deixar ambas as placas crescerem durante a noite, não há como as duas linhas terem a mesma largura (ou área) pela manhã. Então, você os mede e eles são diferentes - o que isso significa para você? Não havia nenhum agente agindo sobre a bactéria, então o que explica a diferença de área?

Agora tente fazer o mesmo com bactérias e meios de comunicação diferentes - todos eles serão áreas diferentes, mas você pode derivar dados significativos das diferenças?

Adicione a isso o fato de que diferentes espécies crescem em taxas diferentes. Assim, uma bactéria cresce para cobrir uma área e outra cresce para cobrir uma área maior. Se forem espécies diferentes, como você pode comparar um com o outro medindo a área? Eles provavelmente teriam crescido para cobrir diferentes áreas, mesmo se não houvesse um agente agindo sobre eles.

Além disso, espécies diferentes crescem de maneira diferente no mesmo meio, independentemente de haver um aditivo no ágar. Uma espécie pode crescer vigorosamente de ágar nutriente, enquanto outra pode não ficar tão feliz com essa mídia (talvez perfure a infusão de cérebro e coração ou soja tríptica ou apenas ágar L) e crescerá mais lentamente. Essas são diferenças de preferência de mídia que resultam em diferenças na área coberta, não diferenças devido a um agente na mídia. Como você vai contabilizá-los?

O design experimental é a chave para coletar dados significativos. O kit que você comprou foi projetado para mostrar diferenças qualitativas, mas você deseja usá-lo para medir diferenças quantitativas. Alguns dos fatores que listei acima podem ser controlados, mas como um todo, é muito difícil pensar em controles adequados para garantir que seu experimento produza dados significativos.

Acho que minha maior preocupação é controlar o experimento. Como você iniciará cada cultura exatamente com a mesma largura, por exemplo, exatamente com o mesmo inóculo? As estrias devem ser uniformes em largura e quantidade de bactérias para que você possa medir o crescimento de maneira comparável.

Veja desta forma: se você espalhar algumas bactérias em uma linha em algum ágar sem aditivo e fizer exatamente a mesma coisa com a mesma bactéria em uma segunda placa do mesmo ágar sem aditivo, e deixar ambas as placas crescerem durante a noite, não há como as duas linhas terem a mesma largura (ou área) pela manhã. Então, você os mede e eles são diferentes - o que isso significa para você? Não havia nenhum agente agindo sobre a bactéria, então o que explica a diferença de área?

Agora tente fazer o mesmo com bactérias e meios de comunicação diferentes - todos eles serão áreas diferentes, mas você pode derivar dados significativos das diferenças?

Adicione a isso o fato de que diferentes espécies crescem em taxas diferentes. Assim, uma bactéria cresce para cobrir uma área e outra cresce para cobrir uma área maior. Se forem espécies diferentes, como você pode comparar um com o outro medindo a área? Eles provavelmente teriam crescido para cobrir diferentes áreas, mesmo se não houvesse um agente agindo sobre eles.

Além disso, espécies diferentes crescem de maneira diferente no mesmo meio, independentemente de haver um aditivo no ágar. Uma espécie pode crescer vigorosamente de Ágar Nutriente, enquanto outra pode não ficar tão feliz com essa mídia (talvez perfure Infusão Cérebro-Coração ou Soja Tríptico ou apenas ágar L) e crescerá mais lentamente. Essas são diferenças de preferência de mídia que resultam em diferenças na área coberta, não diferenças devido a um agente na mídia. Como você vai contabilizá-los?

O design experimental é a chave para coletar dados significativos. O kit que você comprou foi projetado para mostrar diferenças qualitativas, mas você deseja usá-lo para medir diferenças quantitativas. Alguns dos fatores que listei acima podem ser controlados, mas como um todo, é muito difícil pensar em controles adequados para garantir que seu experimento produza dados significativos.

Cada espécie de bactéria será colocada em 6 ágares (veja-os no site do kit listado na página anterior), 5 espécies, 30 placas no total. Não compararei espécies diferentes, mas compararei o crescimento bacteriano dentro de uma espécie e, de modo geral, mostrarei que concentrações mais altas desses ágares reduzem o crescimento bacteriano. Portanto, não importa se algumas dessas espécies crescem mais reapidamente em um ágar, ou se elas não "gostam" do ágar. Para medir a quantidade de bactérias que inicialmente espalhei sobre o prato, acho que, com o papel quadriculado por baixo, poderia ser bastante preciso - .2mmsquared não importa tanto, estou apenas mostrando que, em geral, os ágares com concentração mais alta não promoverão tanto crescimento. Por área de superfície, não será tão exato quanto usar uma especificação, mas a ideia básica é difundida e pode comparar diferenças entre espécies, o que mostrará semelhanças incluindo todas as espécies em um ágar em comparação com todas as espécies em outro. Tenho certeza de que nenhuma dessas bactérias não é reativa a esses ágar que a empresa Carolina escolheu - tenho certeza de que eles sabem o que estão fazendo. Eu sei que pode haver algumas variáveis ​​estranhas, mas este experimento ainda mostrará que, devido à pressão osmótica, o crescimento bacteriano será reduzido com maiores contrações de ágares à base de sacarose e à base de cloreto de sódio.

Depois de alguma ajuda para estreitar meu projeto para uma declaração de problema exata, & quotQual será o efeito sobre o crescimento bacteriano em diferentes concentrações de ágar sacarose e ágar cloreto de sódio? & Quot, fiz meu experimento e minha hipótese, & quotDevido à pressão osmótica, haverá menos crescimento bacteriano nos ágares de sacarose e cloreto de sódio mais concentrados, enquanto haverá mais crescimento bacteriano nos ágares de sacarose e cloreto de sódio mais diluídos ”, se provou correto. Em meu experimento, tive 195 amostras, porque dividi cada placa de Petri em quatro quadrantes usando um marcador permanente no fundo das placas. A feira de ciências é quarta-feira, mas ainda não sei exatamente como pronunciar os nomes das bactérias. Alguém conhece um site que ensine como pronunciar os nomes de tipos comuns de bactérias? Obrigado

Não tenho conhecimento de tal site, mas se você postar os nomes, tenho certeza que podemos ajudá-lo com a fonética.


Discussão

Embora muito trabalho tenha sido feito para elucidar a origem do controle de tamanho nas bactérias, falta uma compreensão unificada das conexões entre comprimento, largura e taxa de crescimento. As taxas & # x0201crelativas & # x0201d modelo de determinação SA / V sintetiza muitas observações díspares em apenas uma teoria unificada. Ao assumir o crescimento de volume exponencial e postular uma taxa de crescimento de superfície determinada por volume, fomos capazes de prever quantitativamente a trajetória de SA / V para espécies distantemente relacionadas passando por uma variedade de perturbações. Em todos os casos, o Razão entre as taxas de SA e o crescimento do volume foi o principal determinante do tamanho da célula, em vez dos valores específicos dessas taxas em si. Desta forma, as células são capazes de atingir um estado estacionário SA / V ao longo do tempo sem exigir um sistema de detecção SA / V. Curiosamente, na década de 1970 & # x02019s vários artigos sugeriram (Previc, 1970 Pritchard, 1974) que o aumento no tamanho da célula após o aumento nutricional poderia ser o resultado da incompatibilidade medida (Sud e Schaechter, 1964) entre os aumentos no volume e síntese de parede após upshift, uma sugestão muito em linha com nosso pensamento atual. De forma mais ampla, os mecanismos homeostáticos semelhantes ao modelo & # x0201 taxas correlativas & # x0201d podem ser aplicáveis ​​além da síntese SA, e potencialmente além das bactérias, para descrever outros processos onde a taxa de algumas escalas de saída com o volume, semelhantes aos mecanismos que foram propostos para eucarióticos sistemas que determinam o tamanho e a forma das células e organelas (Chan e Marshall, 2012, Levy e Heald, 2012).

Também demonstramos que a inibição da biossíntese de PG é suficiente para alterar o escalonamento entre o volume e a taxa de crescimento de SA, apoiando a hipótese de que esse escalonamento surge da produção de novo material de SA no citoplasma limitando a taxa de crescimento de SA. Embora não tenhamos demonstrado que a disponibilidade do precursor PG é sempre o fator limitante da taxa de expansão da SA, este é pelo menos o caso durante o tratamento com fosfomicina e pode ser geralmente verdadeiro em outros contextos também. Usar o fluxo através da via biossintética de PG como um determinante geral da taxa de crescimento de SA permitiria que as células sintonizassem finamente seu SA / V modulando o fluxo através desta via & # x02013 uma via particularmente passível de regulação porque após a primeira etapa comprometida, os intermediários são não é mais compartilhado com outras vias. Alternativamente, a biogênese da membrana pode ser hipotetizada para participar na definição da taxa de crescimento de SA também. No entanto, a inibição da biossíntese de ácidos graxos parece ter efeitos dramáticos no metabolismo central do carbono, e a inibição desta via também reduz o crescimento de volume e resulta em células pequenas e de crescimento lento em vez de fazer com que as células reduzam apenas o crescimento de SA (Yao et al., 2012).

Em resposta a diferentes perturbações, observamos diversas espécies bacterianas modularem fluidamente sua largura a fim de alcançar um SA / V consistente com o modelo & # x0201 taxas correlativas & # x0201d. Ainda não está claro como a abundância de material SA pode fazer com que as células se tornem mais largas ou mais finas. Uma possibilidade é que incompatibilidades entre o volume e o crescimento do SA podem produzir mudanças na pressão de turgor: se o volume crescer mais rápido do que o SA, haverá alta pressão de turgor dentro da célula, levando a aumentos na largura, e se o SA crescer mais rápido do que o volume, o turgor a pressão será baixa, levando a diminuições na largura. No entanto, mesmo que isso seja verdade, não está claro como a pressão de turgor influencia a largura da célula. Talvez a máquina de inserção da parede lateral ou MreB se comporte de maneira diferente em diferentes pressões de turgor ou dependendo da abundância de substrato. Isso pode dar origem a diferenças na colocação do local de inserção, reticulação de PG, atividade hidrolítica, comprimento da fita de glicano, orientação da fita e / ou alongamento de inserção. No futuro, desvendar as contribuições relativas dessas e de outras propriedades será a chave para a compreensão da base molecular das mudanças de largura.

Além da largura, as células também modulavam seu comprimento em resposta aos requisitos de SA / V. Para resolver isso, propusemos e fornecemos suporte para um modelo de divisão em que as células retardam a divisão até que uma quantidade limite de excesso de material SA tenha sido acumulada. Esse posto de controle seria provavelmente um dos vários pelos quais as células devem passar para se dividir. Notavelmente, o início da constrição acontece bem após a formação do anel FtsZ e os fatores que interrompem a formação do anel FtsZ & # x02013, como falha na segregação de nucleóides, proteínas de resposta ao estresse ou proteínas de detecção de nutrientes (revisado em Adams e Errington, 2009) & # x02013 causam células para atrasar drasticamente a divisão. Isso implica que a formação do anel FtsZ está a montante de qualquer ponto de verificação de material SA. Existem várias proteínas divisômicas de chegada tardia (Aarsman et al., 2005 Gamba et al., 2009 Goley et al., 2011) que podem ser responsáveis ​​por detectar uma quantidade acumulada de material SA e desencadear a constrição. Como a parede celular é o determinante estrutural da superfície celular e porque observamos aumentos dependentes da dose no comprimento das células após o tratamento com fosfomicina, propomos que esse sensor esteja provavelmente medindo a quantidade acumulada de precursores de PG. Estudos futuros dos níveis do precursor PG ao longo do ciclo celular, bem como a investigação bioquímica de sensores candidatos serão críticos para determinar se e como esse limite funciona nas células.

Como vários pontos de verificação devem ser passados ​​para que as células completem a divisão, aquele que limita a taxa pode mudar com base no estado fisiológico da célula, podendo originar diferentes padrões de crescimento. Para células de crescimento rápido em estado estacionário, foi recentemente demonstrado que um mecanismo & # x0201cadder & # x0201d está em jogo (revisado em Jun e Taheri-Araghi, 2015). Nossas simulações revelaram que a divisão após uma quantidade alvo de excesso de material SA ter sido acumulada produz exatamente esse padrão de crescimento. Na verdade, descobrimos que para alcançar um mecanismo & # x0201cadder & # x0201d dentro do contexto de nossas simulações, a molécula & # x0201ctrigger & # x0201d deve ser produzida a uma taxa proporcional ao volume, uma característica que demonstramos ser o caso para SA material, uma vez que este modo de síntese é a hipótese central subjacente ao modelo & # x0201 taxas correlativas & # x0201d. Além disso, a quantidade acumulada deve ser redefinida no início de cada ciclo celular, um requisito que seria alcançado de forma robusta usando o material SA acumulado para sintetizar duas novas extremidades. Este tipo de modelo geral foi proposto anteriormente sem um mecanismo molecular específico (Fantes et al., 1975 Sompayrac e Maaloe, 1973). Esses fatos, juntamente com as evidências apresentadas acima, sugerem fortemente que o acúmulo de material SA pode ser a base do padrão & # x0201cadder & # x0201d observado de crescimento bacteriano em estado estacionário, bem como a modulação do comprimento da célula em diferentes condições fisiológicas, a fim de atender ao SA / V requisitos das taxas & # x0201crelativas & # x0201d modelo.


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Olá!
Minha filha (7ª série) quer experimentar diferentes locais públicos para a presença de bactérias. Depois de fazer um pouco de pesquisa, ainda temos algumas questões-chave.
1. Como coletar amostras: pensamos em usar cotonetes estéreis para limpar as superfícies. Eles devem estar molhados ou secos? Se molharmos, usar água esterilizada? Onde podemos encontrar cotonetes esterilizados? Nossa farmácia não os tinha.
2. A questão mais importante de todas: Como quantificar os dados? Sua professora disse que basta olhar para as placas e expressar como uma porcentagem da área coberta. Isso me parece muito impreciso. Como você faz a contagem de unidades formadoras de colônias? Podemos obter mais de uma contagem em cada placa em momentos diferentes ou teremos que marcar as tampas, o que tornará difícil ver na próxima vez? Ela pode ver as colônias sem um microscópio? (O professor emprestará uma luneta para levar para casa, se necessário)

Muito obrigado por nos ajudar!

Postado por Sareena Avadhany & raquo Sex, 16 de fevereiro de 2007 12h39

Trabalhar com bactérias pode ser perigoso. É altamente recomendável que você e sua filha façam esse experimento em uma escola ou outro tipo de laboratório.

Quanto à coleta de amostras, acredito que usar um cotonete estéril seco seria suficiente. No entanto, você precisa colocar sua amostra em um caldo e incubar por 24 horas em 37 graus Celsius. Isso garantirá que a amostra de bactérias seja boa. Após 24 horas, pegue uma alça de inoculação estéril e espalhe seu prato.

Ao olhar para os resultados, tudo será qualitativo. Sua filha precisará procurar formas e tamanhos diferentes e quantas colônias são semelhantes. Não tenho certeza do que seu professor quer dizer com olhar para as placas e expressar como uma porcentagem da área coberta. As bactérias crescerão em toda a placa, e não apenas em certas áreas.

Esses sites podem ajudar na vacinação:
http://www.umsl.edu/

Se sua filha está conduzindo isso em um laboratório escolar, o que é seriamente preferido, ela pode querer manchar a cultura para examinar melhor o crescimento.

Não sei o que você quer dizer com & quotobter mais de uma contagem em cada placa em momentos diferentes ou ter que marcar as tampas, o que tornará difícil ver na próxima vez. & Quot Você poderia esclarecer isso?

A rotulagem das placas de Petri é sempre muito importante. Peça para sua filha colocar os dados, inicializar o nome dela e colocar do que se trata o projeto. Assim será mais fácil para ela. Eu sugeriria que ela colocasse mais de uma placa de Petri em placas, para garantir as técnicas de inoculação adequadas.

As colônias de bactérias podem definitivamente ser vistas sem um microscópio. Mas examinar o crescimento em um microscópio para uma investigação mais aprofundada é definitivamente o próximo passo.

Postado por tnshutterbug & raquo Dom, 18 de fevereiro de 2007, 22h33

Obrigado por responder de volta. Eu entendo suas respostas na maior parte, mas você está pensando da perspectiva de um cientista em um laboratório com instalações de cultura de tecidos. Esqueça isso! Você tem que pensar em uma menina de 12 anos trabalhando em sua cozinha e quarto, sem incubadora ou qualquer laboratório. Também não há laboratório adequado em sua escola.

Já coletamos amostras em vários locais públicos. Umedecemos um cotonete esterilizado com água esterilizada e esfregamos a área de superfície a ser testada. Ela dividiu a placa em 4 quadrantes e listrou Quad # 1, depois # 2 e assim por diante.

Seu controle positivo já está mostrando sinais de crescimento (não ria, mas para um controle positivo deixamos um pedaço de carne moída em um prato de papel em temperatura ambiente por 6 horas. Em seguida, descartamos a carne, deixamos o prato fora por mais 2 horas antes placa de limpeza). O controle negativo é apenas uma placa de Petri fechada (compramos o tipo pré-derramado que está pronto para uso).

Portanto, ainda gostaria de saber quais coisas quantitativas ela pode fazer. Você perguntou o que eu quis dizer com obter várias contagens da mesma placa de Petri. Eu quis dizer que ela poderia traçar um gráfico para ter uma noção da curva de crescimento se contasse as UFCs (ou qualquer outra coisa) no Dia 1,2,3,4, etc.

Quanto às coisas qualitativas, você pode recomendar um livro / recurso bom, mas facilmente acessível, para nos ajudar a identificar o que pode estar crescendo nas placas? Você tem algum palpite sobre quais são os candidatos mais prováveis ​​que veremos em seus pratos. Lembre-se de que ela limpou as alças do carrinho de compras, botões do elevador, corrimãos da escada rolante, mouse do computador na biblioteca, etc. etc. O que é mais provável que observemos?

Minha filha ficou "tão envolvida" que agora quer testar se os lenços antimicrobianos disponíveis no mercado realmente funcionam. Eu resistia a fazer essa parte porque achava que ela precisava de uma fonte definida de bactérias para começar. Mas talvez se seu controle positivo funcionasse, pudéssemos repetir a estratégia e usar sua ideia de esfregar e, em seguida, colocar o esfregaço em um tubo de ensaio e depois inocular as placas para que todos obtivessem o mesmo volume da mesma solução carregada de bactérias. Isso soa viável? Minha filha leu sobre como medir a "zona de inibição" para esse tipo de experimento. Os números (suponho que ela mede o diâmetro da zona sem crescimento?) São provavelmente muito diferentes?

Safety-wise, we are wearing gloves while doing all this and plan to use bleach on the plates at the end of experiment.

Thanks for your input.
Maureen

Post by Sareena Avadhany » Mon Feb 19, 2007 12:28 am

I was unaware of the conditions your daughter was in while conducting this lab, and I did not assume she had all the equipment needed. Safety is of number one priority when conducting labs, and it is important that all precautions are employed. I am not a scientist, but I have conducted a lab similar to your daughter's without the use of expensive equipment.

As for her experiment, the plates seems to be inoculated well how many hours did you leave this dishes in room temperature?

I don't exactly understand the positive and negative controls. Please correct me if I am mistaken, but wasn't your daughter's project focused on examining different kinds of bacteria that grow in public areas? If this is so, I am interested in understanding why your daughter chose these as her positive and negative controls. Based on my understanding of growing bacteria, positive and negative controls are not needed for this experiment.

As for quantitative analysis, counting the number of bacteria is possible using CFUs. The area in which she took the sample would need to be defined, and then she would be able to calculate the number of bacteria in that area using CFUs. Here is a website that will definitely help:

With regards to qualitative, it would simply be drawing up a chart. I was not able to find any sample charts online, but it would basically be identifying colonies, and describing the shape (circle, oval, she can even draw it), the size (large, small, medium) and whether it is indented, bumpy, round, so on.

There are many posts on Science Buddies about the efficacy of antimicrobial/bacterial products on the growth of bacteria cultures. Visit the "Mouth Microbes" thread - I believe it is on the second page - to get ideas on how to prepare the experimental set-up. I would suggest only plating one kind of bacteria (ex. E.Coli) it is important to control the experiment as best as your daughter can. However, it also depends on the purpose of her experiment. Wipes are meant to kill all bacteria on a kitchen counter, so if she wants to test kitchen counter bacteria, that is also feasible. There just might be problems that tag along with testing wipes against more than one kind of bacteria. For example, if bacteria is found on or near the substance, it would be impossible, with the facilities available to her, to detect if the wipe just doesn't work at all, or doesn't work against a specific kind/kinds of bactera.

Your daughter would need to cultivate the bacteria to ensure good inoculation results so her data is reliable. Here is some information on why broth is helpful:

Here are some websites to give you and your daughter some ideas:

As for zones, she is correct: if the wipe has antibacterial properties, no growth would be visible around the area. Quantiative data collection would be measuring the zone sizes. Zone sizes could vary from different wipes, and different results would indicate varied effectiveness in fighting microbes.


CFU/cm2 . HOW - (Sep/30/2010 )

How is the number of CFU/ cm 2 calculated?
A plate left in a room (6m 2 ) in the open air, grew on a 6mm agar plate 16 colonies after 24 hr incubation.

What is the CFU/cm2 or CFU/m2

maryjo on Thu Sep 30 20:25:38 2010 said:

How is the number of CFU/ cm 2 calculated?
A plate left in a room (6m 2 ) in the open air, grew on a 6mm agar plate 16 colonies after 24 hr incubation.

What is the CFU/cm2 or CFU/m2

maryjo on Thu Sep 30 20:25:38 2010 said:

How is the number of CFU/ cm 2 calculated?
A plate left in a room (6m 2 ) in the open air, grew on a 6mm agar plate 16 colonies after 24 hr incubation.

What is the CFU/cm2 or CFU/m2

CFU/ cm 2 is the number of colonies formed per cm 2 of surface, so first work out the surface area of your plate.

I will assume you meant 6cm diameter plate rather than 6mm diameter, as 6mm is very small.

radius is 1/2 of the diameter, so pi*3 2 which is about 28cm 2

if you had 16 colonies on that, then the CFU is 16 colonies per 28cm 2

CFU/cm 2 would me 16/28 = 0.57CFU/cm 2


I am not sure what the size of the room has to do with anything, but I suppose you could calculate the total number of CFU in the whole room if you wanted to.


How Streamflow is Measured

How can one tell how much water is flowing in a river? Can we simply measure how high the water has risen/fallen? The height of the surface of the water is called the stream stage or gage height. However, the USGS has more accurate ways of determining how much water is flowing in a river. Read on to learn more.

Introduction to USGS Streamgaging

The U.S. Geological Survey (USGS) started its first streamgage in 1889 on the Rio Grande River in New Mexico to help determine if there was adequate water for irrigation purposes to encourage new development and western expansion. The USGS operates over 8,200 continuous-record streamgages that provide streamflow information for a wide variety of uses including flood prediction, water management and allocation, engineering design, research, operation of locks and dams, and recreational safety and enjoyment.

How Streamflow is Measured

As you're enjoying yourself sitting on the peaceful bank of a local river, one question you may ask yourself is "How much water is flowing in this river?" You've come to the right place for an answer. The USGS has been measuring streamflow on thousands of rivers and streams for many decades and by reading this set of Web pages you can find out how the whole streamflow-measurement process works.

Often during a large rainstorm you can hear an announcement on the radio like "Peachtree Creek is expected to crest later today at 14.5 feet." The 14.5 feet the announcer is referring to is the stream stage. Stream stage is important in that it can be used (after a complex process described below) to compute streamflow, or how much water is flowing in the stream at any instant.

Stream stage (also called stage or gage height) is the height of the water surface, in feet, above an established altitude where the stage is zero. The zero level is arbitrary, but is often close to the streambed. You can get an idea of what stream stage is by looking at a picture of a common staff gage, which is used to make a visual reading of stream stage. The gage is marked in 1/100th and 1/10th foot intervals.

Streamgaging generally involves 3 steps:

1. Measuring stream stage—obtaining a continuous record of stage—the height of the water surface at a location along a stream or river
2. The discharge measurement—obtaining periodic measurements of discharge (the quantity of water passing a location along a stream)
3. The stage-discharge relation—defining the natural but often changing relation between the stage and discharge using the stage-discharge relation to convert the continuously measured stage into estimates of streamflow or discharge

Measuring stream stage

Most U.S. Geological Survey (USGS) streamgages measure stage and consist of a structure in which instruments used to measure, store, and transmit the stream-stage information are housed. Stage, sometimes called gage height, can be measured using a variety of methods. One common approach is with a stilling well in the river bank or attached to a bridge pier. Water from the river enters and leaves the stilling well through underwater pipes allowing the water surface in the stilling well to be at the same elevation as the water surface in the river. The stage is then measured inside the stilling well using a float or a pressure, optic, or acoustic sensor. The measured stage value is stored in an electronic data recorder on a regular interval, usually every 15 minutes.

At some streamgage sites, a stilling well is not feasible or is not cost effective to install. As an alternative, stage can be determined by measuring the pressure required to maintain a small flow of gas through a tube and bubbled out at a fixed location under water in the stream. The measured pressure is directly related to the height of water over the tube outlet in the stream. As the depth of water above the tube outlet increases, more pressure is required to push the gas bubbles through the tube.

Streamgages operated by the USGS provide stage measurements that are accurate to the nearest 0.01 foot or 0.2 percent of stage, whichever is greater. Stage at a streamgage must be measured with respect to a constant reference elevation, known as a datum. Sometimes streamgage structures are damaged by floods or can settle over time. To maintain accuracy, and to ensure that stage is being measured above a constant reference elevation, the elevations of streamgage structures, and the associated stage measurement, are routinely surveyed relative to permanent elevation benchmarks near the streamgage.

Although stage is valuable information for some purposes, most users of streamgage data are interested in streamflow or discharge—the amount of water flowing in the stream or river, commonly expressed in cubic feet per second or gallons per day. However, it is not practical for a streamgage to continuously measure discharge. Fortunately, there is a strong relation between river stage and discharge and, as a result, a continuous record of river discharge can be determined from the continuous record of stage. Determining discharge from stage requires defining the stage-discharge relationship by measuring discharge at a wide range of river stages.

The discharge measurement

Discharge is the volume of water moving down a stream or river per unit of time, commonly expressed in cubic feet per second or gallons per day. In general, river discharge is computed by multiplying the area of water in a channel cross section by the average velocity of the water in that cross section:

discharge = area x velocity

The USGS uses numerous methods and types of equipment to measure velocity and cross-sectional area, including the following current meter and Acoustic Doppler Current Profiler.

Diagram of Channel Cross Section With Subsections.

The most common method used by the USGS for measuring velocity is with a current meter. However, a variety of advanced equipment can also be used to sense stage and measure streamflow. In the simplest method, a current meter turns with the flow of the river or stream. The current meter is used to measure water velocity at predetermined points (subsections) along a marked line, suspended cableway, or bridge across a river or stream. The depth of the water is also measured at each point. These velocity and depth measurements are used to compute the total volume of water flowing past the line during a specific interval of time. Usually a river or stream will be measured at 25 to 30 regularly spaced locations across the river or stream.

Current Meter

One method that has been used for decades by the USGS for measuring discharge is the mechanical current-meter method. In this method, the stream channel cross section is divided into numerous vertical subsections. In each subsection, the area is obtained by measuring the width and depth of the subsection, and the water velocity is determined using a current meter. The discharge in each subsection is computed by multiplying the subsection area by the measured velocity. The total discharge is then computed by summing the discharge of each subsection.

Numerous types of equipment and methods are used by USGS personnel to make current-meter measurements because of the wide range of stream conditions throughout the United States. Subsection width is generally measured using a cable, steel tape, or similar piece of equipment. Subsection depth is measured using a wading rod, if conditions permit, or by suspending a sounding weight from a calibrated cable and reel system off a bridge, cableway, or boat or through a hole drilled in ice.

Developed in the early 1900s and modified many times prior to 1930. Purchased from the W. & L. E. Gurley Company, Troy, New York.
Object ID: USGS-000458

Credit: Justin Bongard, U.S. Geological Survey. Public domain.

The velocity of the streamflow can be measured using a current meter. The most common current meter used by the USGS is the Price AA current meter. The Price AA current meter has a wheel of six metal cups that revolve around a vertical axis. An electronic signal is transmitted by the meter on each revolution allowing the revolutions to be counted and timed. Because the rate at which the cups revolve is directly related to the velocity of the water, the timed revolutions are used to determine the water velocity. The Price AA meter is designed to be attached to a wading rod for measuring in shallow waters or to be mounted just above a weight suspended from a cable and reel system for measuring in fast or deep water. In shallow water, the Pygmy Price current meter can be used. It is a two-fifths scale version of the Price AA meter and is designed to be attached to a wading rod. A third mechanical current meter, also a variation of the Price AA current meter, is used for measuring water velocity beneath ice. Its dimensions allow it to fit easily through a small hole in the ice, and it has a polymer rotor wheel that hinders the adherence of ice and slush.

Acoustic Doppler Current Profiler

U.S. Geological Survey hydrologic technicians use an acoustic Doppler current profiler to measure streamflow on the Boise River in Boise's Veterans Memorial Park as part of a study of phosphorus mass balance.

Credit: Tim Merrick, USGS. Public domain

In recent years, advances in technology have allowed the USGS to make discharge measurements by use of an Acoustic Doppler Current Profiler (ADCP). An ADCP uses the principles of the Doppler Effect to measure the velocity of water. The Doppler Effect is the phenomenon we experience when passed by a car or train that is sounding its horn. As the car or train passes, the sound of the horn seems to drop in frequency.

The ADCP uses the Doppler Effect to determine water velocity by sending a sound pulse into the water and measuring the change in frequency of that sound pulse reflected back to the ADCP by sediment or other particulates being transported in the water. The change in frequency, or Doppler Shift, that is measured by the ADCP is translated into water velocity. The sound is transmitted into the water from a transducer to the bottom of the river and receives return signals throughout the entire depth. The ADCP also uses acoustics to measure water depth by measuring the travel time of a pulse of sound to reach the river bottom at back to the ADCP.

To make a discharge measurement, the ADCP is mounted onto a boat or into a small watercraft (diagram above) with its acoustic beams directed into the water from the water surface. The ADCP is then guided across the surface of the river to obtain measurements of velocity and depth across the channel. The river-bottom tracking capability of the ADCP acoustic beams or a Global Positioning System (GPS) is used to track the progress of the ADCP across the channel and provide channel-width measurements. Using the depth and width measurements for calculating the area and the velocity measurements, the discharge is computed by the ADCP using discharge = area x velocity, similar to the conventional current-meter method. Acoustic velocity meters have also been developed for making wading measurements (picture to the left).

The ADCP has proven to be beneficial to streamgaging in several ways. The use of ADCPs has reduced the time it takes to make a discharge measurement. The ADCP allows discharge measurements to be made in some flooding conditions that were not previously possible. Lastly, the ADCP provides a detailed profile of water velocity and direction for the majority of a cross section instead of just at point locations with a mechanical current meter this improves the discharge measurement accuracy.

The stage-discharge relation

Streamgages continuously measure stage, as stated in the "Measuring Stage"" section. This continuous record of stage is translated to river discharge by applying the stage-discharge relation (also called rating). Stage-discharge relations are developed for streamgages by physically measuring the flow of the river with a mechanical current meter or ADCP at a wide range of stages for each measurement of discharge there is a corresponding measurement of stage. The USGS makes discharge measurements at most streamgages every 6 to 8 weeks, ensuring that the range of stage and flows at the streamgage are measured regularly. Special effort is made to measure extremely high and low stages and flows because these measurements occur less frequently. The stage-discharge relation depends upon the shape, size, slope, and roughness of the channel at the streamgage and is different for every streamgage.

USGS Stage-Discharge Relation Example.

The continuous record of stage is converted to streamflow by applying a mathematical rating curve. A rating curve (fig. 3) is a graphic representation of the relation between stage and streamflow for a given river or stream. USGS computers use these site-specific rating curves to convert the water-level data into information about the flow of the river.

The development of an accurate stage-discharge relation requires numerous discharge measurements at all ranges of stage and streamflow. In addition, these relations must be continually checked against on-going discharge measurements because stream channels are constantly changing. Changes in stream channels are often caused by erosion or deposition of streambed materials, seasonal vegetation growth, debris, or ice. New discharge measurements plotted on an existing stage-discharge relation graph would show this, and the rating could be adjusted to allow the correct discharge to be estimated for the measured stage.

Converting stage information to streamflow information

Most USGS streamgages transmit stage data by satellite to USGS computers where the stage data are used to estimate streamflow using the developed stage-discharge relation (rating). The stage information is routinely reviewed and checked to ensure that the calculated discharge is accurate. In addition, the USGS has quality-control processes in place to ensure the streamflow information being reported across the country has comparable quality and is obtained and analyzed using consistent methods.

Most of the stage and streamflow information produced by the USGS is available online in near real time through the National Water Information System (NWIS) Web. In addition to real-time streamgage data, the NWIS Web site also provides access to daily discharges and annual maximum discharges for the period of record for all active and discontinued streamgages operated by the USGS.

Streamflow summary

Streamgaging involves obtaining a continuous record of stage, making periodic discharge measurements, establishing and maintaining a relation between the stage and discharge, and applying the stage-discharge relation to the stage record to obtain a continuous record of discharge. The USGS has provided the Nation with consistent, reliable streamflow information for over 115 years. USGS streamflow information is critical for supporting water management, hazard management, environmental research, and infrastructure design.


How to Collect Samples and Test for Mold or Bacteria

Laboratory results are as good as the sample. The sample type taken generally depends on the purpose of the investigation. The importance of accurate results cannot be overstated. Test results change people’s lives.

Tip. Collecting a good sample for lab testing. There’s not much point using a lab analysis report to guide your microbial remediation decisions or recommendations unless the sample collected for analysis was truly representative of the total building contamination. The aim should always be to collect the most representative sample possible. See our course How To Take Mold Samples.

In this first section, you will learn how to safely collect and send samples for mold testing services.

  • Cut 2-3 inches of clear scotch tape avoid touching the sticky side by holding the piece of tape by the edges
  • Press the tape gently onto the surface you wish to test for mold growth
  • Peel the tape off surface holding the tape by the edges only
  • Apply sticky side of tape to the inside of the ziplock bag do not fold the tape
  • Close bag and label the sample appropriately (put only one sample per bag)
  • Fill the chain of custody form and send it together with the samples to us.

How To Collect Bulk Samples for Mold Testing:

  • Wear suitable gloves
  • Cut a small piece (about 4 square inches) of the suspect material (e.g., carpet, drywall, wallpaper, wood) taking care not to disturb the mold
  • Place the sample inside a clean plastic bag (for example ziplock)
  • Close the bag and label the sample appropriately
  • Fill the chain of custody form and send it together with the samples to us.

How To Collect Swab Samples for Mold or Bacteria Testing:

Dry swabs are recommended for wet surfaces and wet swabs for dry surfaces.

  • Wear suitable gloves
  • Remove swab from tube (If using swabs with a wetting agent, drain most of it on the sides of the tube before sampling)
  • Swab the test surface by rolling the swab lightly back and forth. For quantification of the amount of mold or bacteria on the test surface, swab a known surface area (for example, 100 square centimeters)
  • After swabbing, insert the swab in the tube – Firmly close cap and label the sample appropriately
  • Fill the chain of custody form and send it together with the samples to us.

How To Collect Air Samples (Non-Culture) for Airborne Mold Testing:

Various sampling cassettes can be used. Use the manufacturer’s instructions. Also ensure the pump has been calibrated to the appropriate flow rate for the type of cassette to be used.

Note: replace stickers on Air Sampling Cassettes once sampling is completed to prevent contamination.

How To Collect Air Samples For Culture Analysis:

Settle Plate Samples

  • Select suitable agar media for sampling
  • Place the plates at table-top level and remove the lids
  • Leave the plates open for 0.5-4 hours
  • Cover the plates and secure the lids with clear tape
  • Label the plates with appropriate information
  • Place the samples in a cooler/box ensuring the samples are not in contact with ice packs (to avoid having the samples frozen)
  • Fill the chain of custody form and send it together with the samples to us for incubation and identification of the resulting mold or bacteria.

How To Collect Air Samples (culturable) for Mold or Bacteria Testing

Volumetric air samples for culture analyses are taken by impacting a known volume of air onto a suitable growth medium. Commonly used samples are Reuter Centrifugal Sampler (RCS) or the Anderson Single Stage Sampler. This process is particularly important if you request MBL’s bacteria testing service. Please refer to the manufacturer’s instructions on how to take samples using your sampler.

Key Points To Remember:

  • Use a permanent marker to label the samples
  • Complete a chain of custody form (sample submittal form) with the relevant information
  • For air samples, record the flow rate and sampling time or the total air volume collected on the form
  • Secure the samples and the chain of custody form in a shipping container
  • For samples that do not require culturing, refrigeration is usually not needed when submitting the samples to the laboratory for analysis
  • When collecting samples, write down and include with the sample(s) the following information, or download and fill out our Analysis Request Form:
    • Nome
    • Company (if applicable)
    • Mailing Address
    • Telephone Number (voice) and fax number (if applicable)
    • Email address (if any)
    • Date sample taken
    • The type of analysis required (if not sure call the lab)
    • Turnaround time required for non-viable analysis: regular (1-3 days) or rush (24 hours

    If you are within the GTA region, you can either deliver the samples to the laboratory by hand or send them by courier or post. Samples from anywhere else in Canada (outside the GTA) may be sent by courier or post.

    Observação: It is recommended that wet and/or culturable samples be sent to the laboratory on the same day if possible) or by overnight courier, and should be shipped under cool conditions (but not frozen).

    When we test for moulds or bacteria, our turnaround time for all culture analyses is 10-14 days. Non-culture analyses takes 1-3 days for regular service and 24 hours for rush service.


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Comentários:

  1. Nouel

    Nele algo está e é uma excelente ideia. Eu te ajudo.

  2. Donte

    O blog é excelente, vou recomendá-lo aos meus amigos!

  3. Cadman

    Com licença, eu removi esta mensagem

  4. Nick

    I recommend that you visit the website, where there is a lot of information on the subject of interest to you.

  5. Clancy

    Lamento não poder participar da discussão agora. Não é informação suficiente. Mas com prazer vou assistir esse tema.

  6. Nikokazahn

    É notável, é uma resposta muito valiosa



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