Em formação

Relação entre a ambigüidade (oscilação) na posição do códon 3 no alongamento e na posição do códon 1 na iniciação

Relação entre a ambigüidade (oscilação) na posição do códon 3 no alongamento e na posição do códon 1 na iniciação



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Em procariotos, a frequência de códon de início observada usual é AUG> GUG> UUG.

Uma explicação para isso é que

AUG é o códon iniciador mais comum porque forma a interação mais estável com o anticódon CAU em fMet-tRNA

Mas isso tem algo a ver com as regras de oscilação mais gerais?

O emparelhamento códon-anticódon ocorre de acordo com as regras de oscilação (Crick 1966). Durante a tradução, o emparelhamento de bases ocorre da maneira usual (A com U e G com C) entre o primeiro e o segundo nucleotídeos e o segundo e o terceiro nucleotídeos anticódon. As regras de oscilação afirmam que no emparelhamento entre o terceiro nucleotídeo códon e o primeiro nucleotídeo anticódon, há uma certa quantidade de jogo, ou "oscilação". Isso permite que G nas primeiras posições do anticódon pareie com U ou C nos códons, U com A ou G e I (inosina) com U, C ou A. Nas primeiras posições do anticódon, C emparelha apenas com G e A (muito raro) apenas com U. Essas regras são fundamentais para todas as discussões sobre captura de códons. A Tabela 1 mostra anticódons no código genético universal conforme previsto pelas regras de oscilação (Crick 1966).

Estou confuso porque isso parece exatamente o oposto do que acontece no caso dos códons iniciais, ou seja, o "jogo" está no primeiro (não no terceiro) nucleotídeo do códon no caso do códon inicial. E a tabela neste último artigo fornece apenas CAU Met como o único emparelhamento para CAU, portanto, sem oscilação.

Estou interpretando isso corretamente e não há oscilação de "Crick" no AUG> GUG> códon de início do UUG, mas sim outro mecanismo semelhante a oscilação que explica o comportamento semelhante a oscilação do primeiro nucleotídeo dos códons iniciais?


Resumo

A diferença na natureza da ambigüidade códon-anticódon observada entre a iniciação bacteriana e o alongamento não reside apenas na posição do códon em que ocorre (5 ' v 3 ', respectivamente), mas na natureza parcial ou absoluta das interações (apenas alguns códons AUG e GUG etc. iniciam e inserem fMet, enquanto todos os códons AUU e AUC reconhecerão o Phe-tRNA com anticódon, 3'-UAG- 5 '. Isso pode ser explicado pelas interações moleculares bastante diferentes que ocorrem no sítio P ribossomal (para iniciação) e no sítio A (para alongamento) e a importância do emparelhamento de base entre o Shine & Dalgarno (RBS) região do mRNA para iniciação.

Wobble no contexto

Wobble foi o termo aplicado por Crick em 1966 ao pareamento de bases não padrão entre a posição 3 'dos ​​códons do mRNA e a posição 5' dos anticódons de certos tRNAs. Para evitar violar o código genético, Crick assumiu o emparelhamento estrito de bases nas duas primeiras posições do códon e fez a pergunta “Se um sRNA [termo antigo para tRNA] codifica tanto XYU quanto XYC [devido a evidências experimentais de que esse pode ser o caso para códons Phe], como isso é feito?”. E então, dadas as várias maneiras pelas quais as bases podem ser emparelhadas, adicionou a restrição “Quantos pares de bases existem nos quais as ligações glicosídicas ocorrem em uma posição próxima ao padrão?”.

Com base na geometria, Crick previu que o anticódon 5'-U pode ser capaz de emparelhar com um códon 3'-G (além do padrão A), e o anticódon 5'-G com o códon 3'-U (além de o padrão C). Ele - imprudentemente na minha opinião - referiu-se a estes previsões (e sua previsão para a inosina, I) como 'regras'. As previsões são resumidas abaixo, juntamente com o padrão real que surgiu desde então.

Deve-se notar que, embora as duas previsões envolvendo pares de bases G = U parecessem recíprocas, aquela envolvendo um anticódon 5'-U não ocorre exceto na mitocôndria, caso seja incorreta, pois as interações não se restringem às 'regras' de Crick .

A elucidação subsequente da estrutura do phe-tRNA por Quigley e Rich em 1976 sugeriu por que a oscilação ocorreu na posição 5 'do anticódon. Esta posição (G34 em minha modificação de sua figura, abaixo) carece do empilhamento de base que seria esperado para restringir as interações nas outras duas posições do anticódon, e que foi auxiliado por uma base modificada (yW37) 3 'para o anticódon.

Como o aminoácido metionina possui apenas um único códon (AUG) no código genético, seria de se esperar que tivesse um tRNA que não permitisse oscilação na posição 5'-códon. Este é o caso:

Tanto o tRNAconheceu para alongamento e iniciação tem o anticódon 3'-UAC-5 '.

Em resumo: a oscilação do códon 5 'permite que o mRNA seja decodificado com precisão por menos de 61 códons de aminoácidos, e pode-se especular que sua emergência envolveu a evolução de ambas as estruturas dos tRNAs e do sítio A ribossomal.

Ambiguidade de iniciação e decodificação

Em bactérias (eubactérias), existem duas diferenças principais no reconhecimento de códons durante a tradução e no alongamento.

  1. Há uma única espécie específica de tRNA envolvida que, exclusivamente, pode interagir com fatores de iniciação e ser ligada ao sítio P do ribossomo.
  2. A interação é necessária entre o rRNA 16S da subunidade ribossômica 30S e uma sequência de polipurina 5 'do códon de iniciação (a sequência de Shine & Dalgarno ou local de ligação ao ribossomo), além da interação códon-anticódon.

Para adotar uma posição extrema, a situação na iniciação pode quase ser pensada como aquela em que o fMet-tRNA está ligado ao sítio P da pequena subunidade ribossômica esperando que o mRNA se ligue, em contraste com o alongador Met-tRNA que se liga a um local A com o códon de alongamento AUG. A energia fornecida pelas interações Shine-Dalgarno pode, portanto, ser suficiente para permitir a iniciação se uma das bases do códon de iniciação estiver incorreta. Isso levanta pelo menos duas questões:

  1. Que vantagem teria permitir um reconhecimento tão ambíguo?
  2. Por que a ambigüidade está na posição do primeiro códon e como ela funciona em termos moleculares?

Não tenho resposta para a primeira pergunta. Talvez não tenha nenhum, mas é tolerado porque também não tem desvantagens. A segunda questão é o cerne das preocupações do autor do cartaz.

Primeiro, a ambigüidade na posição 3 'do códon não seria esperada com base na estrutura ou precedente: a tabela acima mostra os pares de bases 5'-C do anticódon apenas com o códon 3'-G.

Em segundo lugar, a alça anticódon do tRNA iniciadorconheceu difere daquele do tRNA alongadorconheceu em ter uma disposição voltada para o interior ao invés de uma disposição voltada para o externo (Woo et al., 1980). Além disso, falta uma base 3 'modificada para o anticódon.

Terceiro, as interações entre tRNAs iniciador e alongador com o rRNA nos locais A e P, respectivamente, são bastante diferentes (Berk et al. 2006), possivelmente permitindo mais flexibilidade na posição 3'-anticódon.

Apesar do fato de que a oscilação prevista do anticódon-U / códon-G nunca ocorre no sítio A, é razoável supor que diferenças estruturais o permitem no sítio P, explicando o segundo códon de iniciação bacteriano, GUG. No que diz respeito ao UUG, os pares de bases U = U foram considerados por Crick, mas considerados “bastante próximos”. Presumivelmente, em certos contextos, isso não é muito desfavorável energeticamente para ser evitado.

Finalmente…

O pôster perguntou:

Estou interpretando isso corretamente e não há oscilação de "Crick" no AUG> GUG> códon de início do UUG, mas sim outro mecanismo semelhante a oscilação que explica o comportamento semelhante a oscilação do primeiro nucleotídeo dos códons iniciais?

Ao que eu responderia que:

não é e não pode ser qualquer oscilação na posição 3 'de códons AUG de iniciação ou de alongamento de bactérias porque envolveria emparelhamento de base não padrão do anticódon C. Na medida em que a ambigüidade na posição 5' dos códons de iniciação alternativos usado (GUG> UUG) segue um padrão consistente com o pareamento de base não padrão mais provável previsto por Crick, parece envolver o pareamento de base alcançado pelo movimento (oscilação) do resíduo de 3'-anticódon U do iniciador fMet- tRNA.


Uma grande controvérsia na adaptação códon-anticodonte resolvida por um novo índice de uso de códon

Duas hipóteses alternativas atribuem benefícios diferentes à adaptação códon-anticódon. O primeiro assume que a produção de proteína é limitada pela taxa de iniciação e alongamento e que a adaptação códon-anticódon resultaria em maior eficiência de alongamento e produção de proteína mais eficiente e precisa, especialmente para genes altamente expressos. A segunda afirma que a taxa de produção de proteína é limitada apenas pela eficiência de iniciação, mas que a adaptação aprimorada de códons e, conseqüentemente, a eficiência de alongamento aumentada têm o benefício de aumentar a disponibilidade ribossomal para tradução global. Para testar essas hipóteses, um estudo recente projetou uma biblioteca sintética de 154 genes, todos codificando a mesma proteína, mas diferindo em graus de adaptação de códon, para quantificar o efeito da adaptação de códon diferencial na produção de proteínas em Escherichia coli. A conclusão surpreendente de que “o viés do códon não se correlacionou com a expressão do gene” e que “o início da tradução, não o alongamento, é o limitante da taxa de expressão do gene” contradiz a conclusão alcançada por muitos outros estudos empíricos. Neste artigo, resolvo a contradição reanalisando os dados das 154 sequências. Demonstro que o alongamento da tradução é responsável por cerca de 17% da variação total na produção de proteínas e que a conclusão anterior é devido ao uso de um índice de adaptação de códons (CAI) que não leva em conta o viés de mutação na caracterização da adaptação de códons. O efeito do alongamento da tradução torna-se indetectável apenas quando o início da tradução é irrealisticamente lento. Um novo índice de alongamento de translação euTE é formulado para facilitar estudos sobre a eficiência e evolução da máquina de tradução.

SEGUINDO a documentação empírica da correlação entre o uso de códons e abundância de tRNA (Ikemura 1981a, b, 1982, 1992), muitos estudos demonstraram uma forte relação não apenas entre a adaptação de códons e a expressão gênica (Coghlan e Wolfe 2000 Comeron e Aguade 1998 Duret e Mouchiroud 1999 Xia 2007), mas também entre o uso de códons modificados experimentalmente e a produção de proteínas (Haas et al. Ngumbela 1996 et al. Robinson 2008 et al. Sorensen de 1984 et al. 1989). Esses resultados levaram à formulação explícita da coevolução códon-anticódon e teoria de adaptação (por exemplo., Akashi 1994 Moriyama e Powell 1997 Ran e Higgs 2012 Xia 1998, 2008), que afirma que (1) a produção de proteínas é limitada pela taxa de iniciação da tradução e eficiência de alongamento, (2) uso de códon e anticódons de tRNA coevoluem para se adaptarem um ao outro , resultando em produção aumentada de proteínas traduzidas corretamente, e (3) a eficiência e precisão de alongamento aumentadas representam a força motriz para os genes altamente expressos adquirirem um alto grau de adaptação códon-anticódon. Esses estudos não apenas aumentaram nossa compreensão do efeito conjunto de mutação e seleção no uso de códons (Chithambaram et al. 2014a, b Palidwor et al. 2010), mas também resultou em ferramentas computacionais aprimoradas para caracterizar o uso de códon e adaptação códon-anticódon (Sun et al. 2013 Xia 2007).

É controverso se o alongamento da tradução é um processo de limitação da taxa na produção de proteínas. As primeiras considerações teóricas (Andersson e Kurland 1983 Bulmer 1990, 1991 Liljenstrom e von Heijne 1987) tendiam a favorecer o argumento de que o alongamento da tradução não é um fator limitante na produção de proteínas, mas sim o início da tradução. Essa hipótese afirma que a adaptação códon-anticódon e o aumento da eficiência de alongamento não estão relacionados à produção de proteínas. Em vez disso, o benefício da adaptação do códon e do aumento da eficiência do alongamento é aumentar a disponibilidade ribossomal para tradução global.

Para testar essas duas hipóteses alternativas, Kudla et al. (2009) projetou uma biblioteca sintética de 154 genes, todos codificando a mesma proteína fluorescente verde em Escherichia coli mas diferindo em sítios sinônimos [e, conseqüentemente, o grau de adaptação do códon, conforme medido pelo índice de adaptação do códon (CAI)]. Todas as sequências compartilham um 5′-UTR idêntico com 144 nt de comprimento, portanto, não há variação na sequência Shine-Dalgarno. Como todos os genes modificados codificam a mesma proteína, é justificável usar a abundância de proteínas como um substituto para a produção de proteínas (assumindo que as moléculas de proteína que compartilham a mesma sequência de aminoácidos têm a mesma taxa de degradação).

Kudla et al. (2009) interpretou a energia mínima de dobramento (MFE), calculada dos locais −4 a +37 (onde os ribossomos se posicionam no códon de iniciação), como um proxy para a eficiência de iniciação. A justificativa para usar o MFE como uma medida de iniciação da tradução é que um códon de iniciação seria inacessível se estivesse embutido em uma estrutura secundária forte e que a acessibilidade do códon de iniciação é um determinante chave da eficiência de iniciação da tradução (Nakamoto 2006). Uma estrutura secundária estável nas sequências que flanqueiam o códon de início demonstrou experimentalmente inibir a iniciação da tradução (Osterman et al. 2013). O MFE pode ser calculado usando DAMBE (Xia 2013), que implementa a biblioteca de dobramento de RNA do pacote Vienna RNA (Hofacker 2003).

Kudla et al. (2009) interpretou CAI como um proxy para alongamento de tradução. Se a iniciação da tradução e o alongamento da tradução contribuem para a eficiência da tradução, então a produção de proteína deve depender tanto do MFE quanto do CAI. Se apenas o início da tradução for importante, a produção de proteínas dependerá apenas do MFE. Esses autores descobriram que o MFE é responsável por 44% da variação na produção de proteínas, mas que o CAI não está essencialmente relacionado à produção de proteínas. Eles concluíram, consequentemente, que "o início da tradução, não o alongamento, é o limitante da taxa de expressão gênica" (Kudla et al. 2009, p. 258).

A conclusão de Kudla et al. (2009), no entanto, é baseado em duas suposições críticas: (1) que MFE e CAI são bons proxies de iniciação da tradução e eficiências de alongamento, respectivamente, e (2) que o efeito do alongamento da tradução é independente do início da tradução. O problema com a segunda suposição foi apontado recentemente (Supek e Smuc 2010) Tuller et al. (2010) reanalisaram os dados, além de fornecer uma quantidade esmagadora de evidências empíricas adicionais para demonstrar o efeito conjunto do início da tradução e do alongamento da tradução na produção de proteínas. Em suma, espera-se que a taxa de produção de proteína aumente com a eficiência do alongamento apenas quando o início da tradução for eficiente. Se o início da tradução for lento, não se espera que uma taxa de alongamento crescente aumente a produção de proteína. Kudla et al. (2009) ignorou a dependência do efeito de alongamento no início da tradução.

No entanto, os resultados relatados por Tuller et al. (2010) não são muito diferentes dos de Kudla et al. (2009). A principal descoberta da reanálise (Tuller et al. 2010) é que o efeito do viés de uso de códons na produção de proteínas é apenas marginalmente significativo quando o início da tradução (com MFE como proxy) é controlado. A correlação parcial entre o viés de uso de códons e a produção de proteínas é apenas marginalmente significativa (P = 0,04), respondendo por menos de 3% da variação total na abundância de proteínas. Esta descoberta simplesmente reforça a conclusão original de Kudla et al. (2009) que o efeito do uso do códon e do alongamento da tradução na produção de proteínas é desprezível em relação ao início da tradução (com MFE como proxy), o que representa 44% da variação total na produção de proteínas.

CAI by Kudla et al. (2009) e índice de adaptação de tradução (tAI) por Tuller et al. (2010) como proxies para a eficiência do alongamento da tradução são problemáticos e podem levar a vieses graves, como será ilustrado na próxima seção. Neste artigo, desenvolvo um novo CAI que acomoda o viés de mutação de fundo. Descobri que o alongamento da tradução é responsável por cerca de 17% da variação total na produção de proteína.


Sinopse

A RNA metiltransferase NSUN3 atua especificamente no tRNA Met mitocondrial, permitindo que diferentes códons sejam reconhecidos por este único tRNA e oferecendo uma visão sobre as consequências das mutações da doença relatadas.

  • A RNA metiltransferase NSUN3 introduz uma modificação 5-metilcitosina na posição 34 no tRNA Met mitocondrial.
  • O m 5 C34 pode ser posteriormente oxidado pela dioxigenase ABH1 / ALKBH1 para gerar f 5 C34 em mt-tRNA Met.
  • Essas modificações de "posição oscilante" instaladas por NSUN3 e ABH1 são necessárias para uma tradução mitocondrial eficiente.
  • A via de modificação permite que o mt-tRNA Met reconheça os três códons da metionina usados ​​no código genético não universal da mitocôndria.
  • NSUN3 requer um anticódon haste-loop estável para metilação mt-tRNA Met, explicando por que as mutações que interrompem o basepairing podem levar à doença.

Efeitos das distribuições de códons e competição de tRNA na tradução de proteínas ☆

A tradução é um processo celular central e a complexidade de seu mecanismo requer estruturas matemáticas para melhor compreender as propriedades do sistema e fazer previsões quantitativas. Nós desenvolvemos um modelo mecanístico específico para a sequência de genes para tradução que é responsável por todas as etapas elementares do alongamento da tradução. Incluído em nosso modelo está a ligação inespecífica de tRNAs ao sítio ribossômico A, e descobrimos que a ligação competitiva não específica dos tRNAs é a etapa limitante da taxa no ciclo de alongamento para cada códon. Ao introduzir nosso modelo em termos da estrutura cinética de Michaelis-Menten, determinamos que esses resultados são devidos aos tRNAs que não reconhecem o códon do sítio ribossômico A atuando como inibidores competitivos para os tRNAs que reconhecem o códon do sítio ribossômico A. Apresentamos os resultados de uma análise de sensibilidade para determinar a contribuição dos parâmetros cinéticos do ciclo de alongamento de cada códon na taxa de tradução geral e observamos que as taxas de tradução de mRNAs são controladas por segmentos de códons de limitação de taxa que são específicos para a sequência. Ao longo dessas linhas, descobrimos que a posição relativa dos códons ao longo do mRNA determina a taxa ideal de síntese de proteínas.


Relação entre a ambigüidade (oscilação) na posição do códon 3 no alongamento e na posição do códon 1 na iniciação - Biologia

A velocidade do ribossomo durante o alongamento é modulada pela escolha do códon, abundância de tRNA e decodificação de oscilação.

Os pares de códons atuam como sinais discretos que reduzem a expressão e a tradução lenta.

O uso de códon modula o decaimento do mRNA e o Dhh1 visa preferencialmente mRNAs de baixa otimização de códon para degradação.

Os efeitos mediados por códons nas taxas de tradução facilitam o enovelamento de proteínas co-traducionais.

As análises genômicas e de alto rendimento do uso de códons e tRNAs facilitaram as descobertas recentes.

Mudanças no suprimento de tRNA facilitam mudanças no estado da célula.

O código genético, que define a sequência de aminoácidos de uma proteína, também contém informações que influenciam a taxa e a eficiência da tradução. Nem os mecanismos nem as funções da regulação mediada por códons foram bem compreendidos. O modelo predominante era que a tradução lenta de códons decodificados por tRNAs raros reduz a eficiência. Análises recentes de todo o genoma esclareceram várias questões. Códons específicos e combinações de códons modulam a velocidade do ribossomo e facilitam o enovelamento de proteínas. No entanto, a disponibilidade de tRNA não é o único determinante da taxa, em vez disso, as interações entre códons adjacentes e o emparelhamento de base oscilante são fundamentais. Um mecanismo que liga a eficiência da tradução e o uso do códon é que a decodificação mais lenta é acoplada para reduzir a estabilidade do mRNA. Mudanças no suprimento de tRNA medeiam a regulação biológica - por exemplo, mudanças nas quantidades de tRNA facilitam a metástase do câncer.


Introdução

O viés de uso de códons (CUB) é o nome cunhado para a conhecida observação de que códons sinônimos são usados ​​em frequências diferentes em um genoma. Os códons que são usados ​​com mais freqüência são denotados códons ótimos. Organismos diferentes podem mostrar CUB diferentes, no sentido de que eles têm códons ótimos diferentes. Foi observado que os códons ideais tendem a ser super-representados em genes altamente expressos [1, 2] e a corresponder a um alto número de cópias de tRNAs cognatos [3-6]. Ao longo dos anos, houve muitas tentativas de identificar os fatores que estão na base do CUB. Deles, duas explicações principais sugerem restrições seletivas. O primeiro é denominado eficiência de tradução e afirma que códons com maior densidade de tRNAs cognatos serão traduzidos mais rápido, assim, uma sequência de codificação (CDS) feita predominantemente de códons ótimos seria traduzida de forma mais eficiente [1, 7, 8]. O segundo é denominado precisão da tradução [9-11] e afirma que códons menos frequentes são mais propensos a erros de tradução devido ao aumento da competição de tRNAs quase cognatos mais abundantes [3, 12, 13]. Ambos os tipos de seleção podem estar em ação em cada espécie particular [14, 15], mas sua contribuição relativa é tipicamente desconhecida [9]. Em alguns eucariotos, como humanos e drosófilas, foi afirmado que o efeito da eficiência da tradução é fraco [2, 6, 7, 16, 17]. Afirmação semelhante foi feita também em alguns procariontes, como H. pylori, onde a eficiência da tradução parece não ter nenhuma contribuição significativa para o CUB [18]. Além dessas forças seletivas presumidas, muitos outros fatores têm sido sugeridos para afetar o CUB, incluindo conversão de gene enviesada [19], tamanho da população efetiva e história evolutiva [10, 20-22], tamanho do genoma [7], equilíbrio de seleção de mutação [6, 10, 16], efeito de Hill-Robertson [23-27] e estrutura secundária do mRNA [28-34].

Além do CUB de todo o genoma, foi notado que o uso de códons mostra padrões espaciais ao longo do CDS. Embora o CUB no início do CDS (extremidade 5 ') tenha sido extensivamente estudado [25, 29, 31-35], menos se sabe sobre seu comportamento em relação ao final do CDS. Tuller et al. [35] relataram que os códons na extremidade 3 'são ineficientes em termos de tradução (doravante, simplesmente ineficientes) em muitas espécies, especialmente em eucariotos. Esta descoberta apoia o trabalho anterior de Eyre-walker, que encontrou uma diminuição na frequência de códons eficientes ao longo dos últimos 20 códons de E. coli genes [36]. No entanto, essa observação não parece ser válida universalmente. Por exemplo, Qin et al. mediu CUB de extremidade 3 'em quatro procariontes e dois eucariotos, e não foi possível encontrar uma tendência consistente [25].

A precisão da tradução, e mais especificamente a seleção contra erros sem sentido, é considerada um fator chave que afeta a distribuição espacial do CUB [25, 37]. Foi sugerido que o custo de erros sem sentido aumenta quando a tradução progride, até atingir o pico próximo ao final 3 '[29, 38, 39]. Assim, espera-se que a seleção para minimizar os erros sem sentido seja mais forte perto do códon de parada [8, 25, 37]. Qin et al. [25] testaram isso estudando o CUB espacial ao longo de todo o CDS e concluíram que a seleção contra erros absurdos domina em procariotos e leveduras. Outra versão de seleção contra erros absurdos em eucariotos foi relatada por Cusack et al. [40]. Eles alegaram que o regime de seleção ao longo do CDS em eucariotos é diferente do que em procariotos, como o mecanismo de vigilância de mRNA eucariótico conhecido como alvos de decaimento de mRNA mediado por nonsense (NMD) para transcritos de degradação que abrigam códons de parada prematuros. Como o principal gatilho para o NMD é a presença de uma junção exon-exon a jusante do códon de parada [41], todos os erros sem sentido, exceto aqueles no último exon, não produzem transcrições funcionais e, portanto, não são altamente deletérios. Cusack et al. estudaram um grupo de códons que estão a uma substituição dos códons de parada, chamados códons frágeis, que deveriam mostrar esse regime de seleção único com mais força. Como esperado, foi demonstrado que códons frágeis estão esgotados no último exon de genes multiexons em humanos, mas não em outros exons. Não é discutido em Cusack et al., Mas mesmo ao longo do último exon, o regime de seleção em códons frágeis não deve ser uniforme. A razão é que se espera que o efeito deletério dos erros sem sentido diminua em direção à extremidade 3 ', já que proteínas ligeiramente truncadas geralmente retêm a maior parte de sua funcionalidade.

Outro fator que foi sugerido ser importante na formação do CUB espacial é a seleção contra dobramento de RNA. Rocha et al. descobriram que há uma tendência de depleção de GC em ambos os terminais do gene 5 'e 3' em B. subtilis [31]. Eles sugeriram que o viés na extremidade 3 'diminui a propensão para formar estruturas secundárias de RNA estáveis ​​e, portanto, reduz a probabilidade de interferência com o término da tradução normal e o recrutamento de fatores de liberação. Uma observação semelhante foi feita em um estudo anterior por Erye-Walker [36], que relatou um aumento nos códons de terminação A e uma diminuição nos códons de terminação G em direção à extremidade 3 'de E. coli genes. Porque muitos genes em E. coli sobrepor o CDS ou a sequência Shine-Dalgarno de outro gene na fita oposta, Erye-Walker explicou esse viés pela necessidade de evitar estruturas secundárias de RNA perto do local de início da transcrição do gene oposto. No entanto, estudos posteriores mostraram que o viés provavelmente está relacionado ao fim do gene, e não ao início do gene oposto. Katz et al. [42] examinaram o potencial para formar estruturas secundárias nos terminais 5 'e 3' dos genes em E.coli e fermento. No E. coli, a propensão para formar estruturas secundárias de RNA foi uniformemente distribuída em todo o CDS e, especificamente, era quase igual em ambos os terminais do gene. Na levedura, no entanto, a propensão para formar estruturas secundárias de RNA foi encontrada para ser menor na extremidade 3 'do que na extremidade 5'. No entanto, a universalidade desse fator também foi questionada. Qin et al. estudaram o efeito de vários fatores no CUB perto da extremidade do gene em leveduras e mosca da fruta, e mostraram que a variação espacial no CUB é inconsistente com a variação do conteúdo de GC através do gene [25].

A partir de hoje, ainda não está claro qual dos modelos acima, ou uma combinação dos mesmos, melhor explica os padrões CUB 3 '. Todos os modelos são parcialmente suportados e pode ser que diferentes modelos descrevam melhor o CUB em diferentes espécies. Outra dificuldade é que os diferentes modelos têm previsões muito semelhantes, por causa das fortes dependências entre as características relevantes do códon. Por exemplo, códons ricos em AT também tendem a ser ineficientes [34] e frágeis [40]. Essas dependências foram consideradas em alguns trabalhos no CUB. Por exemplo, com base no fato de que o local de iniciação da transcrição em muitas espécies experimenta uma seleção contra o dobramento de mRNA [32, 33], e porque códons ineficientes foram encontrados como ricos em AT, Bentele et al. propuseram que a redução na eficiência da tradução na extremidade 5 'do gene é um efeito colateral da seleção contra o dobramento do mRNA [34]. No entanto, até onde sabemos, nenhum trabalho comparou os diferentes modelos relevantes para o CDS de uma forma que leve em consideração essas dependências. Essa é a tarefa que desejamos realizar neste trabalho.

Outra dificuldade na comparação direta dos diferentes modelos decorre da falta de uniformidade na medição dos níveis de CUB. o índice de adaptação de códon (CAI) é uma das medidas mais populares de CUB, que tenta explicar diretamente a observação de que genes altamente expressos tendem a usar códons mais eficientes [43]. Uma medida semelhante é chamada índice de adaptação de tRNA (tAI), e tenta normalizar o uso de códons para o conjunto de tRNA de fundo [44]. Outras medidas, como o número efetivo de códons (ENC) [45] ou o uso de códon relativo sinônimo (RSCU) [46], estimar o desvio do uso do códon de seu uso esperado sob a distribuição uniforme nula.

Um grande obstáculo no estudo do CUB espacial é que nenhuma das medidas existentes é dependente da posição, portanto, todos os trabalhos anteriores mediram um CUB geral, ao invés de espacial, mesmo quando focalizando uma região particular do CDS. Para contornar isso, Qin et al. alinharam subconjuntos de genes para criar super-sequências e, em seguida, calcularam o ENC índice para cada posição [25]. Tuller et al. usaram uma abordagem semelhante, que eles denominaram TAI local [35]. No tAI local, os genes foram alinhados a partir de sua extremidade 3 'ou de sua extremidade 5', e o índice tAI médio foi calculado em cada posição. Hockenberry et al. [47] estudou o viés de uso de códons em E. coli usando um modelo dependente da posição. Eles particionaram a sequência em compartimentos de igual número de códons e definiram a dependência posicional (pD) de cada compartimento como as estatísticas χ 2 com base na frequência observada de códons individuais no compartimento específico e sua frequência esperada derivada de um algoritmo de embaralhamento sinônimo aleatório . Essas abordagens pressupõem que todas as posições têm o mesmo peso relativo no cálculo do índice, portanto, é tecnicamente uma medida local do índice global em diferentes regiões do gene, e não um índice totalmente dependente da posição.

Aqui, desenvolvemos um índice de uso de códon dependente da posição que chamamos abundância relativa de códons espaciais (RSCA). Usamos RSCA para caracterizar o CUB espacial perto da extremidade 3 'de 91 espécies, representando todos os três domínios da vida. Para cada espécie, testamos quanto do CUB de extremidade 3 'é explicado por cada um dos três modelos principais: seleção contra eficiência de tradução, seleção para precisão de tradução e seleção contra dobramento de mRNA. Em todas as espécies, encontramos um forte apoio à noção de que o CUB da extremidade 3 'deriva da evitação de estruturas secundárias de RNA, sugerindo que esta é uma força seletiva universal.


Relação entre a ambigüidade (oscilação) na posição do códon 3 no alongamento e na posição do códon 1 na iniciação - Biologia

1. Quais são as quatro interações não covalentes que estabilizam a estrutura terciária dos polipeptídeos?

2. Desenhe um tripeptídeo. Os grupos R dos três aminoácidos podem ser designados como R1, R2 e R3. Em seu diagrama, desenhe um retângulo ao redor das regiões planas.

3. Descreva o "relé de carga" que ativa o resíduo de serina 195 da quimiotripsina.

4. Ilustre a estrutura secundária do B-DNA, conforme definido por Watson e Crick.

5. O que significa "oscilação"? Qual aspecto do código genético protege contra isso?

6. Descreva as etapas que ocorrem durante a fase de alongamento da síntese de proteínas em eucariotos, começando na interação entre eEF1, GTP e tRNA e continuando até a formação da ligação peptídica.

7. Desenhe um garfo de replicação e indique nele o seguinte: filamento principal, filamento posterior, localização da helicase de DNA, localização da topoisomerase.

I. Organização Molecular
A. Estrutura do monossacarídeo
1. Forma D alfa versus forma beta de glicose
2. Estrutura do glicogênio versus implicações funcionais da estrutura da celulose
B. Estrutura Fosfolipídica
1. membrana celular
C. Quatro interações não covalentes fracas envolvidas na estabilização da estrutura e interação da macromolécula
1. Ligação de hidrogênio
2. Interação iônica
3. Interação hidrofóbica
4. Contatos de Van der waal

II. Estrutura de aminoácidos e proteínas
A. Estrutura de Aminoácidos
1. classificação de aminoácidos
B. Estrutura primária de polipeptídeos
1. A ligação peptídica
uma. ressonância e planaridade
b. Terminal amino terminal Carboxy
C. Estrutura Secundária
1. alfa-hélice
2. folha pregueada beta
3. motivos
D. Estrutura Terciária
1. domínios, estruturais e funcionais
E. Estrutura Quaternária
1. subunidades de interação
2. exemplo de hemoglobina

III. Função de Proteína
A. Mudanças de energia livre durante reações químicas
B. Mudanças de entropia
C. Estado de transição da energia de ativação
D. Catalisadores
E. Enzimas como catalisadores
F. Mecanismo de catálise da quimiotripsina da quebra de uma ligação peptídica.
1. ajuste induzido
2. relé de carga
3. reação em duas etapas (dois intermediários tetraédricos)

4. Estrutura do DNA
A. O nucleotídeo
1. pirimidinas e purinas em DNA e RNA
2. nucleosídeos. Ribose em RNA desoxirribose em DNA
3. monofosfatos de nucleosídeos, difosfatos, trifosfatos.
B. O polímero de DNA
1. A ligação fosfodiéster
2. 5 'final definido
3. 3 'final definido
C. B-DNA
1. fita dupla
2. duas hélices alfa antiparalelas
3. açúcar-fosfatos para o exterior
4. bases para o interior
5. Base de ligação de hidrogênio: A e T C e G
6. as bases de uma fita também interagem por interações hidrofóbicas
7. cerca de 10 pares de bases por volta da hélice
8. sulcos maiores e menores
D. Evidência para a estrutura do B-DNA
1. Padrões de cristalografia de raios-X
2. Experimentos de Chargaff: conc. de A é igual a T conc. de C é igual a G em todos os DNAs
3. Descrição de Linus Pauling da proteína alfa-hélice estabilizada por ligações de hidrogênio
4. O DNA perde viscosidade quando aquecido (ligações de hidrogênio envolvidas)
E. Estrutura da cromatina
1. Nucleossomos
uma. Octâmero de histona (2 de cada H2A, H2B, H3, H4) com DNA enrolado duas vezes
2. Ligantes de nucleossomos de conexão de DNA, média de 200 pares de bases, variável.
3. HI ligado às regiões de ligação
uma. ajuda a dobrar a cromatina em uma fibra de 30 nm ou solenóide
4. Estrutura da cromatina correlacionada à atividade do gene. (Coberto posteriormente no curso.)

4. Código genético
A. Código triplo
B. Quadro de leitura
C. Código Degenerado
D. Iniciar e parar códons
E. Segunda base U = aminoácido hidrofóbico C = hidrofóbico ou polar A ou G = polar ou carregado.

V. Principais atores da tradução
A. RNA mensageiro (eucariotos)
1. Tampa na extremidade 5 '
2. região 5 'não traduzida
3. Códon de início de AUG
4. quadro de leitura aberto (região de codificação)
5. região 3 'não traduzida
6. cauda poli A
B. RNA de transferência
1. estruturas haste-loop
2. laço anticódon
uma. par de bases códon-anticódon
b. posição oscilante
c. conexão entre oscilação e degeneração do código genético.
3. ligação de aminoácidos à extremidade 3 '
C. amino-acil-tRNA sintetase
1. catalisa a ligação do aminoácido ao carbono 2 'ou 3' da ribose da adenina na extremidade 3 'da molécula de tRNA.
2. reação em duas etapas
uma. Pirofosfato removido do ATP AMP ligado ao aminoácido através do grupo COOH.
b. AMP removido e aminoácido anexado ao tRNA
3. a especificidade da enzima garante a fixação correta
D. Ribossomos
1. Duas subunidades, grande e pequena
2. Consistem em RNAs ribossômicos e proteínas ribossômicas
3. Conter a atividade enzimática necessária durante a síntese de proteínas
4. Função no citoplasma

VI. O Mecanismo de Tradução
A. Iniciação
1. define o quadro de leitura
2. pequena subunidade, tRNA iniciador, fatores de iniciação e GTP interagem
3. Outros fatores de iniciação se ligam ao Cap no mRNA e à região 5 'não traduzida
4. complexo (etapa 2) interage com fatores no Cap
5. fatores no limite e na região 5 'não traduzida derretem qualquer haste-alça na região 5' não traduzida
6. O complexo de subunidades pequenas faz a varredura até encontrar o primeiro AUG
7. iniciador tRNA anticódon se liga ao códon AUG
8. grande subunidade ribossômica une-se criando o ribossomo funcional com um local P e A.
B. Alongamento
1. O eEF1 ligado ao GTP se liga ao tRNA.
2. Este complexo se move para o local A do ribossomo.
3. Se o anticódon no tRNA estiver correto para o códon, ele é mantido lá o tempo suficiente para
4. O GTP deve ser hidrolisado em GDP fazendo com que o eEF1 se desconecte do tRNA e saia
5. A energia liberada na etapa 4 conecta de forma estável o tRNA ao local A.
6. A atividade da peptidil transferase (provavelmente rRNA no ribossomo) catalisa a quebra da ligação que mantém a metionina para o tRNA iniciador e usa a energia liberada para anexar a metionina ao aminoácido ligado ao tRNA no local A por uma ligação peptídica.
7. Com a ajuda de eEF2 e GTP, o ribossomo move um códon ao longo do mRNA para que o tRNA esteja agora no local P e o local A aguarde outro complexo de tRNA. Translocação chamada.
8. O processo se repete indefinidamente até que um códon de parada esteja no local A.
9. O eEF1 ligado ao GDP (consulte a etapa 1) é regenerado para a forma ligada ao GTP pela ligação do eEF1b à forma ligada ao GDP, causando seu deslocamento e permitindo que o GTP se ligue. Agora ele pode interagir com outro tRNA.
10. Este mecanismo fornece uma revisão cinética que garante que apenas o tRNA correto no local A permanecerá lá por tempo suficiente para permitir que os eventos acima aconteçam antes que uma ligação peptídica seja feita.
C. Rescisão
1. Quando um códon de parada está no local A do ribossomo, os fatores de terminação se ligam a ele.
2. A peptidil transferase quebra a ligação entre o polipeptídeo e o tRNA no local P.
3. O polipeptídeo é liberado com uma terminação COOH intacta, o tRNA nas saídas do local P e com a ajuda de GTP, todo o complexo ribossomal se desfaz.
D. Considerações Adicionais
1. O ribossomo também tem um sítio E onde o tRNA existente se move durante a translocação.
2. A orientação do tRNA com o ribossomo durante a tradução começa com P / P.
3. Em seguida, um tRNA entra no local A primeiro com seu anticódon (orientação A / T)
4. Em seguida, o lado do aminoácido se liga (orientação A / A)
5. Após a formação da ligação peptídica, ambos os tRNAs se inclinam de modo que o tRNA do local P tenha sua extremidade 3 'no local E (orientação P / E) e o tRNA do local A tenha sua extremidade de aminoácido no local P (A / P orientação).
6. Após a translocação, o tRNA do local P anterior agora está anexado ao local E apenas por sua extremidade 3 'e logo sairá completamente. (Orientação E).E no local P agora está o tRNA que estava no local A, completamente preso (a orientação P / P).
7. Consulte a página 137 do texto para fotos.
E. Diferenças procarióticas
1. A iniciação e configuração do quadro de leitura podem ocorrer em mais de um lugar (policistrônico)
uma. usa interações Shine-Delgarno entre códons de mRNA antes do AUG interagir com sequências de RNA ribossômico.
2. procariotos podem acoplar transcrição e tradução
3. a metionina inicial é formilada em procariotos

VII. Replicação de DNA
A. Geral
1. Semiconservador
2. A DNA polimerase é a principal enzima envolvida.
B. Propriedades das DNA polimerases
1. Requer um 3'OH pré-existente ao qual anexar o dNTP de entrada.
2. Precisa de um modelo de vertente
uma. pares de bases do nucleotídeo de entrada para a fita modelo para selecionar o correto.
3. Tem três domínios
um domínio onde a reação de polimerização 5'-3 'é catalisada
b. domínio onde a atividade de exonuclease 3'-5 'é
- envolvido no mecanismo de revisão que remove nucleotídeos adicionados incorretamente
c. domínio onde a atividade de exonuclease 5'-3 'é
- envolvido na remoção dos primers de RNA e nos mecanismos de reparo do DNA.
C. Tipos de DNA polimerases
1. Procariota
uma. Pol I: envolvido no reparo do DNA
b. Pol III: a principal DNA polimerase que atua durante a replicação do DNA
2. Eucariótico
uma. DNA polimerase alfa: sintetiza os fragmentos de Okazaki. Curto processamento.
b. DNA polimerase delta: sintetiza a fita principal
c. DNA polimerase beta: atua durante o reparo do DNA
d. DNA polimerase gama: atua na mitocôndria
e. DNA polimerase epsilon: também funciona durante o reparo do DNA
D. Bifurcação de Replicação
1. Novos polímeros de DNA crescem 5'-3 '
2. O fio principal cresce continuamente
3. A fita de retardamento cresce de forma descontínua usando fragmentos de Okazaki
4. A helicase de DNA derrete as ligações de hidrogênio entre as bases para abrir o garfo
5. Primase faz um primer de RNA curto para iniciar cada nova fita.
6. A DNA ligase conecta os fragmentos de Okazaki criando a última ligação fosfodiéster não modelada.
7. A reação da ligase é uma reação em duas etapas.
uma. Pirofosfato removido do ATP e AMP anexado ao 5'P ..
b. O AMP foi removido e a ligação fosfodiéster foi formada entre o 5'P e o 3'OH do outro nucleotídeo.
8. A topoisomerase I atua à frente do garfo de replicação, aliviando a tensão de torção
uma. Liga-se covalentemente ao fosfato de uma das ligações fosfodiéster, quebrando assim o polímero de DNA temporariamente
b. Helix se desenrola através do entalhe, aliviando a tensão.
c. A topoisomerase I então reforma a ligação fosfodiéster original.
9. As proteínas de ligação ao DNA de fita simples se ligam à fita retardada à medida que a helicase do DNA derrete as ligações de hidrogênio, mantendo a região de fita simples até que o aparelho de replicação se mova.
10. O PCNA trabalha com a DNA polimerase delta na fita principal para aumentar sua processabilidade, permitindo que a síntese seja contínua.
11. Acredita-se que a DNA polimerase delta realmente revisa ambas as fitas durante a replicação do DNA.
12. Em três dimensões, a fita retardada envolve a DNA polimerase para facilitar a preparação de novos fragmentos de Okazaki.
13. Acreditamos que a função primase está associada à DNA polimerase alfa.
E. Iniciação da replicação do DNA
1. ocorre nas origens da replicação
uma. sequências palindrômicas que interagem com a proteína iniciadora
2. a proteína iniciadora derrete a dupla hélice na origem da replicação, permitindo que o complexo helicase primase-DNA polimerase alfa carregue
3. Uma bifurcação de replicação começa, movendo-se em uma direção a partir da origem
4. Em breve, uma segunda bifurcação de replicação começa na direção oposta.
5. A DNA polimerase delta substitui rapidamente a alfa nos filamentos principais de ambas as forquilhas de replicação, uma vez que o priming e a síntese inicial estejam concluídos.
6. Isso é chamado de síntese bidirecional de DNA e cria bolhas de replicação
7. A replicação continua até que duas bolhas com movimentos opostos se encontrem.
8. As extremidades dos cromossomos do DNA eucariótico devem ser copiadas por uma reação incomum envolvendo a DNA telomerase.

Observação: a revisão acima é simplesmente uma lista organizada de tópicos que abordamos em aula. Não inclui necessariamente todos os detalhes e aspectos do que discutimos, mas deve ser um guia para que você examine as notas e o livro mais detalhadamente para poder se inscrever e discutir os tópicos do exame.

1. A interação hidrofóbica ocorre principalmente devido à entropia. Quando uma molécula hidrofóbica ou parte de uma molécula está em um ambiente de água, as moléculas de água devem formar uma gaiola ordenada em torno dos grupos hidrofóbicos para poder formar ligações de hidrogênio entre si. Isso diminui a entropia do sistema, o que é indesejável, energeticamente. Por ter grupos hidrofóbicos puxando juntos em uma interação hidrofóbica, este aumento indesejável na entropia pode ser minimizado. Um exemplo poderia incluir: camadas de fosfolipídios ou micelas de cadeias laterais hidrofóbicas de aminoácidos dentro de proteínas interagindo e contribuindo para a estrutura terciária de muitas outras.

2. A estrutura alfa-helicoidal é uma estrutura secundária que pode se formar ao longo da estrutura polipeptídica se a sequência de aminoácidos for apropriada. É uma hélice destra que é estabilizada por ligações de hidrogênio entre o C = O de uma ligação peptídica e o H-N de outra ligação peptídica localizada a quatro ligações de distância. Isso ocorre para cada ligação peptídica ao longo da hélice. As cadeias laterais dos aminoácidos estão voltadas para o exterior da hélice. Consulte o livro para obter uma ilustração.

3.
O sítio ativo da tripsina contém uma bolsa de ligação forrada com aminoácidos polares ou carregados que podem interagir por meio de ligações de hidrogênio e interações iônicas com as cadeias laterais de lisina e arginina. A tripsina catalisa a quebra de uma ligação peptídica após os aminoácidos lisina e arginina em um polipeptídeo. A quimotripsina quebra as ligações seguindo cadeias laterais hidrofóbicas volumosas, como a fenilalanina. Sua bolsa de ligação é forrada com aminoácidos não polares que formam interações hidrofóbicas com a volumosa cadeia lateral aromática.

B. Quando o substrato se liga, um ajuste induzido aproxima os aminoácidos ácido aspártico, histidina e serina, localizados no sítio ativo. A carga negativa na cadeia lateral do ácido aspártico puxa um próton para o ácido aspártico da histidina, causando uma carga negativa na histidina. Essa carga negativa puxa um próton da serina para a histidina. Isso ativa o oxigênio da cadeia lateral da serina que ataca o C = O da ligação peptídica, fazendo com que o C se ligue covalentemente à serina, criando o primeiro intermediário tetraédrico.

4. Cromatina descreve a interação de DNA de fita dupla com proteínas histonas. Ele consiste em uma série de nucleossomos conectados por regiões de ligação. Os nucleossomos são aproximadamente 146 pares de bases de DNA enrolados duas vezes em torno de um octâmero de histona que consiste em duas moléculas cada uma das histonas 2A, 2B, 3 e 4. O DNA que não é enrolado na estrutura do nucleossomo serve como o ligador entre esses nucleossomos. As regiões de ligação são de comprimento variável, em média 200 pares de bases. A histona H1 se liga aos ligantes próximos à junção com os nucleossomos e empacota os nucleossomos em uma estrutura mais densamente dobrada chamada fibra de 30 nm ou solenóide.

5. Veja o diagrama em seu livro. p.104

6. Wobble é um emparelhamento de bases estável não convencional entre as bases de nucleotídeos na posição 1 de um anticódon com a posição 3 de um códon. Por exemplo: códon 5'XXC3 '
anticódon 3'XXI5 '
O código genético é degenerado por causa disso, de modo que a posição 3 de todos os códons que podem se ligar em tais relações de oscilação é irrelevante para a codificação, portanto, todos os tRNAs com as bases apropriadas nas posições de anticódon 2 e 3 carregam os mesmos aminoácidos.

7. Consulte o diagrama em seu livro. p. 137

8.
A. A aminoacil tRNA sintetase liga o aminoácido correto ao tRNA correto em uma reação de duas etapas. Primeiro, o aminoácido e o ATP se ligam ao sítio ativo. O pirofosfato é removido do ATP e o AMP ligado ao terminal carboxila do aminoácido, transitoriamente. Esta primeira ligação requer que a enzima tenha a forma correta no sítio ativo para interagir com um determinado aminoácido. A ligação bem-sucedida da etapa um faz com que a enzima altere a conformação de seu sítio ativo de modo que só agora possa se ligar à molécula de tRNA apropriada. Em seguida, o AMP é removido do aminoácido e o aminoácido é ligado à extremidade 3 'do tRNA no OH 2' ou 3 'da ribose. Uma vez que a enzima tem que ter duas conformações específicas, a segunda dependente da primeira ser correta, ela ajuda a garantir a precisão da ligação do aminoácido-tRNA.

B. Um complexo entre eEF1-GTP e um tRNA carregado se forma no citoplasma. Este complexo flutua aleatoriamente no local A do ribossomo. O anticódon do tRNA contata o códon. Se três interações podem ocorrer entre eles, o tRNA será mantido lá por tempo suficiente para que o GTP seja hidrolisado em GDP. Isso altera a estrutura do eEF1, que não pode mais permanecer ligado ao tRNA. Ele sai, aliviando o obstáculo estérico na molécula de tRNA e permitindo que ela se fixe de forma estável ao local A. A energia liberada pela hidrólise do GTP auxilia nessa fixação. Agora a peptidil transferase está ativada. Se a interação códon-anticódon não for estável (menos de 3 interações), a energia cinética eliminará o complexo do sítio A antes que a hidrólise do GTP possa ocorrer. Isso evita a ligação estável de um tRNA incorreto ao local A, ajudando a garantir que o aminoácido correto esteja no tRNA antes que a peptidil transferase possa agir.

B. o iniciador 1 pode se ligar à sequência de DNA na extremidade direita da molécula, mas deixa apenas uma extremidade 5 'de fosfato disponível para se estender, o que não pode ser feito.
o primer 3 tem dois problemas. Existem "T" nele, portanto não é uma molécula de RNA típica. Além disso, ele não pode se ligar de forma antiparalela e complementar à sequência de DNA.

C. A DNA polimerase requer um 3'OH preexistente antes de poder fazer uma ligação fosfodiéster durante a polimerização do DNA. O primer fornece este grupo.

10. Consulte a chave na caixa de vidro fora de 021 McKinly ou seu livro didático p.375.

11.
A. A helicase de DNA derrete as ligações de hidrogênio da molécula de DNA de fita dupla quando a bifurcação de replicação se abre.

B. A topoisomerase I corta uma fita simples do polímero de DNA antes da forquilha de replicação, parte do DNA de fita dupla que ainda não foi derretido. O entalhe permite que a outra fita gire através dele, aliviando a tensão de torção e o superenrolamento induzidos pela fusão do DNA de fita dupla quando a forquilha de replicação se abre. A enzima então fecha novamente o corte.

C. O PCNA liga-se à DNA polimerase delta e aumenta sua processabilidade. Isso significa que o ajuda a permanecer associado à fita modelo de DNA por longos períodos enquanto sintetiza a fita principal.

D. Primase sintetiza um polímero de RNA curto denominado primer que fornece o 3'OH para a DNA polimerase alfa para começar a sintetizar um fragmento de DNA de Okazaki. Isso também acontece durante a iniciação.

E. DNA ligase catalisa a formação de ligações fosfodiéster entre fragmentos de Okazaki.

Várias respostas possíveis aqui. O mais simples é sintetizar um polímero XXXXXXXXXXXX e alimentá-lo em um sistema de tradução in vitro para fazer um polipeptídeo a partir dele. Em seguida, sequencie o polipeptídeo. Deve obter apenas um aminoácido, aquele codificado por XXX.

Também pode sintetizar XXX e misturá-lo com ribossomos e todos os outros fatores necessários para realizar a tradução, incluindo tRNAs. Em seguida, adicione todos os 20 aminoácidos com um deles rotulado. Filtre isso e veja se o rótulo radioativo permanece no papel de filtro, indicando que o aminoácido rotulado é transportado em um tRNA que tem um anticódon para o códon XXX. Este será o aminoácido codificado por XXX. Se o rótulo flui, o aminoácido rotulado não foi associado ao tRNA correto. Tente outro com um aminoácido marcado diferente até que um permaneça no filtro. Se nenhum o fizer, pode ser um códon de parada.

Perguntas 1 e 2: Joy He
3 e 4 Sheba Aragawal
5 e 6 Ya Chen
7 e 9 Rania Al-Shami
10 e 11 Wei Chen
8 e Grupo Dr. Schmieg

1. Verifique a matemática. Erros para Dr. Schmieg
2. Verifique a chave.
3. Perguntas relacionadas à nota levadas ao avaliador para aquela pergunta.
4. Mudanças de notas iniciais mostradas ao Dr. Schmieg.
5. Deve ser feito até 12 de abril.
6. Deve seguir os passos 2 e 3 primeiro !!


Perguntas do exame 1 (respostas acima)

1. A interação hidrofóbica é um dos principais determinantes dos comportamentos moleculares. Explique por que essa interação acontece. Sua resposta deve ser feita em termos de considerações de energia. (5 pts) Também dê um exemplo de uma interação hidrofóbica (5 pts)

2. Descreva a estrutura secundária helicoidal alfa de um polipeptídeo. Em sua resposta, inclua uma descrição do que estabiliza essa estrutura. (7 pontos)

3. A tripsina e a quimiotripsina catalisam a quebra de uma ligação peptídica por um mecanismo semelhante.

A. O que há de diferente no sítio ativo da quimiotripsina e da tripsina que causa a especificidade dessas duas enzimas semelhantes? (5 pontos)

B. Descreva as etapas iniciais na reação que eles catalisam e que cria o primeiro intermediário tetraédrico. (8 pontos)

4. O DNA eucariótico é encontrado como cromatina no núcleo. Descreva esta estrutura da cromatina. (7 pontos)

5. Desenhe uma ligação fosfodiéster em um polímero de DNA. Não desenhe nas bases, basta indicá-las pela letra B. (7 pts)

6. Ilustre, usando um exemplo, o que significa "oscilação" e que influência isso teve na evolução do código genético? (8 pontos)

7. Ilustrar a orientação das moléculas de tRNA no ribossomo durante as etapas sequenciais de alongamento durante a tradução. Lembre-se de que três localizações ribossomais precisam ser consideradas, E, P e A. (8 pts)

8. Para evitar que aminoácidos incorretos sejam colocados em um polipeptídeo, a célula desenvolveu uma série de maneiras de garantir que nenhum erro seja cometido. Escolha um dos seguintes eventos que ocorrem durante ou antes da tradução e explique como isso ajuda a garantir a precisão do processo. Observe que, para obter todo o crédito por esta resposta, você não pode simplesmente descrever o processo ou reação, mas também deve indicar como isso ajuda a garantir a precisão. (10 pontos)

A. a reação de carga
B. a forma como os tRNAs se associam de forma estável ao sítio A do ribossomo

9. Considere esta situação: Um novo estudante de graduação está se preparando para sintetizar um polímero de DNA usando uma mistura de reação que contém DNA polimerase e todos os outros componentes necessários. Tudo o que ele precisa adicionar é o primer de RNA para fazer as coisas andarem. Seu molde de DNA possui a sequência 5 CTTGCAAT ..ATTCGGCT3 . Existem três primers de RNA na geladeira que ele poderia usar. Eles têm as seguintes sequências:

Ele escolhe uma cartilha e fica satisfeito em ver que seu experimento funcionou muito bem.

A. Qual primer ele usou? (2 pontos)

B. Por que os outros primers não funcionam? (3 pontos)

C. Por que ele precisou usar um primer em primeiro lugar? (3 pontos)

10. Desenhe um garfo de replicação, indicando a polaridade dos fios e mostre qual é o fio condutor. (7 pontos)

11. Qual é o papel das seguintes moléculas no processo de replicação do DNA? (15 pontos)

Como você determinaria qual aminoácido foi codificado pela sequência XXX no mRNA alienígena? Certifique-se de incluir todos os componentes necessários e seja claro sobre como o experimento pode ser interpretado.


Relação entre a ambigüidade (oscilação) na posição do códon 3 no alongamento e na posição do códon 1 na iniciação - Biologia

Copyright 2010 Deborah Mowshowitz e Lawrence Chasin Departamento de Ciências Biológicas da Columbia University New York, NY. Última edição: 26/10/10 10:02 AM.

Nota: As tabelas de figos e amp na 6ª e 7ª ed. de Becker são os mesmos. Na 5ª ed., O capítulo sobre tradução é o cap. 20, não 22, mas a fig. os números são quase os mesmos. Então fig. 22-x na 6ª ou 7ª ed. é 20-x no 5º.

I. Papel dos ribossomos na tradução

A. Como os ribossomos se encaixam?

1. Função.

uma. Você precisa de algo para manter o tRNA (dois carregados de cada vez) no mRNA enquanto os aminoácidos estão sendo conectados. (Quantas ligações fracas mantêm um tRNA e um mRNA juntos?)

b. Você precisa fornecer as enzimas necessárias para fazer a ligação peptídica, etc.

2. Ribossomo contém RNA e proteína. A retenção de tRNA etc. é feita por uma estrutura que contém RNA (s) e proteína (s). Qualquer coisa feita de ambos é chamada de RNP = ribonucleopproteína ou ribonucleoproteína partigo. Esta estrutura RNP particular = RNA ribossômico dentro dela é chamada de RNA ribossômico ou rRNA. Tenha cuidado para não confundir RNA ribossômico (rRNA) e ribossomos amp.

Para fotos da estrutura do ribossomo, veja a fig. Sadava. 14,14 (12.10) e / ou Becker figs. 22-1 e 22-2 e tabela 22-1.) Detalhes moleculares da estrutura abaixo.

3. Características Estruturais Importantes (Ver Becker, fig. 22-2 ou Sadava fig. 14.14 (12.10) Veja o folheto 13-A.

uma. 1 local ou ranhura para mRNA.

b. 2 locais para tRNA carregado (hibridizado com mRNA) por ribossomo - são chamados de A e P mais detalhes abaixo. Esses locais se ligam tanto ao mRNA quanto ao tRNA (carregado).

c. Um local para tRNA descarregado Este local se liga a um tRNA vazio, usado antes de ser expulso do ribossomo. (Chama-se E para site de saída). Este site às vezes é omitido em diagramas de alongamento. (O local T mostrado na 7ª ed. De Purves provavelmente não existe e deve ser ignorado.) O local E liga o tRNA, mas não o mRNA.

d. Todos os ribossomos são iguais. A proteína produzida não depende do ribossomo.

e. Peptidil transferase faz parte do ribossomo. (Detalhes abaixo.)

1. Como os ribossomos Mover (Ver Becker fig. 22-7 e amp 22-10 ou Sadava fig. 14.16 (12.12).

uma. instruções : O ribossomo se move para baixo do mRNA 5 'para 3' (ou o mRNA desliza através do ribossomo) conforme o peptídeo é transformado em amino em carboxila. Tanto os peptídeos quanto os ácidos nucléicos são feitos / lidos como escritos, da esquerda para a direita.
Como o mRNA é feito e como ele é traduzido acontecem estar na mesma direção, mas a transcrição e a tradução são dois processos separados (que geralmente são acoplados em procariotos, mas não em eucariotos).

b. Sites A & amp P. Os dois locais de ligação para o tRNA carregado são diferentes - 1 chamado A liga-se umaminoacil tRNA e amp 1 chamado P liga pARNt de eptidilo.

c . Translocação - Movimento de mRNA (& amp tRNA's) em relação ao Ribossomo.

(1). As diferenças entre os locais A & amp P permitem o movimento unidirecional.Antes da ligação peptídica ser formada, o AA-tRNA está no local A e o peptidil-tRNA está no local P. Assim que a ligação peptídica é formada, o tRNA no local A torna-se um peptidil-tRNA, e o tRNA no local P torna-se o tRNA descarregado ou vazio, uma vez que os tipos "errados" de tRNA agora estão nos locais A e P, o ribossomo não se ajusta mais adequadamente e se move um códon, deslocando o peptidil-tRNA para o local P, o tRNA vazio para o local E e deixando o local A vazio para conter o próximo AA-tRNA. Quando o próximo AA-tRNA chega, o tRNA vazio ou não carregado é então liberado para ser recarregado e usado novamente.

(2)Qual parte realmente se move? Ribossomo ou mRNA?

mRNA e ribossomo amp: Mova um códon em relação ao outro. No folheto 13B, nas etapas 5 e 6, parece que o ribossomo move um códon em direção à extremidade 3 'da mensagem. Provavelmente, o ribossomo permanece em posição fixa e o mRNA avança um códon através do ribossomo na direção 5 ', como mostrado na etapa 2 e # 8594 3. (Em outras palavras, se desenhado corretamente, o mRNA se move para a esquerda em vez de ribossomo movendo-se para a direita.)

RNA mensageiro e tRNA: eles não se movem em relação um ao outro, mas são unidos.

Observe que o efeito é o mesmo se o ribossomo ou o mRNA (& tRNAs anexados) se movem - o ribossomo e o mRNA são deslocados um códon em relação ao outro e todos os tRNAs deslocam-se para um local. De qualquer maneira, o resultado geral é:

  • O tRNA vazio se move para o local E,
  • O peptidil tRNA se move para o local P, e
  • O local A fica vazio, pronto para o próximo AA-tRNA.

(3). A síntese de proteínas consome muita energia . O movimento e a ligação do tRNA requerem energia que estamos ignorando. Você provavelmente precisará de pelo menos 5 P's separados do ATP (ou GTP) por AA adicionado se contar todas as etapas envolvidas, não apenas o crescimento da cadeia peptídica. Portanto, fazer proteínas é um procedimento muito caro e fazer proteínas desnecessárias é um grande desperdício. Como resultado, tem havido uma forte seleção para a regulação eficiente da síntese de proteínas, como será explicado na próxima vez como a regulação funciona nas bactérias. (Para o envolvimento de GTP na tradução, ver Becker figs. 22-8 e amp 22-10.)

Para revisar como os sites A & amp P se encaixam, tente o problema 7-12, parte C.

2 . Como os ribossomos se ligam ao mRNA

uma. Acessório. Quando não estão em uso, os ribossomos se dividem em subunidades. A célula contém um conjunto de subunidades. Quando a tradução começa, uma pequena subunidade e uma grande subunidade se prendem ao mRNA para formar um ribossomo e começar a tradução. Quando a tradução termina, as duas subunidades se separam, caem do mRNA e retornam ao pool - prontas para serem usadas novamente.

b. Polissomos - Mais de um ribossomo pode ler uma única mensagem ao mesmo tempo.
O primeiro ribossomo se conecta próximo à extremidade 5 'do mRNA. Em seguida, o ribossomo se move (veja a nota abaixo) para baixo no mRNA em direção à extremidade 3 ', produzindo a proteína. Depois que o ribossomo se move para baixo o suficiente, um segundo ribossomo pode ser anexado atrás dele (no lado 5 ') e seguir o primeiro ribossomo na mensagem. À medida que cada ribossomo se move em direção à extremidade 3 ', produzindo proteína, outro ribossomo se anexa a ele até que todo o mRNA esteja coberto com ribossomos. O mRNA permanece coberto com ribossomos, embora alguns ribossomos terminem e caiam na extremidade 3 ', outros continuamente se fixem na extremidade 5'. O mRNA coberto com vários ribossomos é chamado de polirribossomo ou polissomo para abreviar. Sadava fig.14.18 (12.14).

Nota: Esta descrição assume que os ribossomos se movem para baixo no mRNA, 5 'para 3'. O resultado é o mesmo se você assumir que os ribossomos permanecem imóveis enquanto o mRNA se move através dos ribossomos, a extremidade 5 'primeiro. (O que é mais provável.) Depois que mRNA suficiente deslizou pelo primeiro ribossomo, um segundo ribossomo pode se anexar ao espaço na extremidade 5 'e o mRNA pode passar por aquele outro, e assim por diante.

Para revisar polissomos, tente o problema 7-16, parte B.

C. Estrutura Detalhada e Montagem dos Ribossomos: (veja o final do folheto 14A). Veja textos para fotos.

1. Peças. Cada ribossomo é feito de duas subunidades. Cada subunidade é uma ribonucleoproteína ou RNP feita de pelo menos um tipo de rRNA e várias proteínas. Cada subunidade é feita separadamente de duas subunidades (uma grande e uma pequena) que se fixam na mensagem para formar um ribossomo completo para tradução. As duas subunidades separam-se uma da outra (e do mRNA) quando atingem o final do mRNA. Veja Sadava fig. 14,14 (12,10) Becker fig. 22-1.

2. Nomes das peças. Subunidades do ribossomo e diferentes RNA ribossômicos são identificados por suas constantes de sedimentação (valores S) em uma ultracentrífuga. Dois valores são fornecidos no folheto para os tamanhos dos RNAs e subunidades - o número menor é para procariotos, o maior # para eucariotos. Veja o folheto e / ou a tabela 22-1 do Becker.

3. Auto montagem - Como se forma a estrutura do ribossomo? A estrutura de cada subunidade é determinada pelas sequências primárias dos rRNAs e suas proteínas. Assim como uma proteína se dobra na conformação 3D mais estável (energia mais baixa), as proteínas rRNA + de cada subunidade se dobram em uma partícula de ribonucleoproteína ou RNP com forma e função 3D adequadas.

4. rRNA vs ribossomos . Tenha cuidado para não confundir ribossomos com RNA ribossomal.

D. Peptidil Transferase é uma Ribozima

A peptidil transferase faz parte do ribossomo. A atividade catalítica é uma propriedade do rRNA na subunidade grande, não uma proteína, então esta não é realmente uma enzima (catalisador feito de proteína), mas uma ribozima (catalisador feito de RNA). Presume-se que seja uma relíquia do "mundo do RNA" que existia antes que o DNA e a proteína assumissem muitas das funções iniciais do RNA (que tem propriedades catalíticas e informativas). A peptidil transferase não é a única ribozima - outros RNAs catalíticos são conhecidos.
Para obter mais detalhes, consulte http://www.sciencemag.org/cgi/content/full/289/5481/878 Você pode acessar este site de qualquer computador Columbia. Não sei se você pode obtê-lo de um computador pessoal se você não são assinantes do Science Online. Observe que este site contém & quot; quothypernotes & quot; que listam muitos sites úteis para biólogos moleculares. Se você achar algum desses úteis, por favor, diga à Dra. M. para que ela possa contar a outros alunos. (O site pode carregar lentamente, mas o link funciona.)

II. Arranca e pára o amplificador. Como as cadeias de peptídeos começam? Como o crescimento da cadeia de peptídeos pára?

A. Inicia - AUG é usado para 'iniciar' e 'metionina'

1. Como começa a síntese de proteínas? - você precisa de um met-tRNA especial para o P local.

Se o sítio P contém apenas tRNAs com cadeias, como o primeiro AA-tRNA se encaixará no ribossomo? A resposta é que existe um tRNA especial (iniciador tRNA ou tRNAconheceui) que é usado apenas em cadeias de partida. Este tRNA carrega met e reconhece o códon AUG, que é o (único) códon de met e o (único) códon de início. Este AA-tRNA é especial porque só se encaixa no sítio P.

2. Como o met é inserido no meio das correntes? - você precisa de um met-tRNA diferente para o UMA local.

Se o tRNA para met se ajusta no sítio P, como será adicionado met a uma cadeia crescente? Há um segundo tRNA "comum" para met, que se encaixa no local A. Ambos os tRNAs para met reconhecem o mesmo códon e carregam o mesmo aminoácido, mas um se encaixa apenas no local P e o outro apenas no local A. O primeiro (tRNA iniciador) é usado apenas para iniciar cadeias e o outro é usado apenas no meio das cadeias. Sadava fig. 14,15 (12,11) ou Becker fig. 22-8 se você está curioso sobre todos os detalhes da iniciação.

3. Processamento. Por que nem todas as cadeias de proteínas começam com metionina? Met é geralmente removido da extremidade amino da proteína antes que a cadeia do peptídeo se dobre. Este método de síntese (tendo todas as proteínas iniciadas com met) é escolhido para facilidade de fabricação, não porque met seja necessário para a função da proteína. Facilita a síntese, mas produz um produto que necessita de alterações antes do uso (retirada de met). Modificações pós-sintéticas, como a remoção de met, são comuns (para todas as macromoléculas, não apenas para proteínas) e costumam ser chamadas de processamento. Não é incomum para uma modificação ou enzima de processamento retirar alguns aminoácidos ou nucleotídeos aqui ou ali, adicionar um grupo ou cofator, etc. Essas modificações são muito mais extensas em eucariotos do que em procariotos e serão discutidas em detalhes em palestras posteriores e / ou no próximo semestre.

4. Encontrando o AUG certo - Como os ribossomos selecionam o AUG certo para começar? O processo é diferente em eucariontes e procariontes, e estamos deixando os detalhes para cursos mais avançados. Veja os textos se você estiver interessado.

B. Pára - Nenhum tRNA está envolvido

1. Sem parar o tRNA. Não há tRNAs para códons de parada, então um ribossomo para quando chega a um códon de parada. Um tRNA com uma cadeia de peptídeo está agora situado no local P, mas não há nenhum tRNA para caber no local A.

2. Papel do fator de liberação de proteína. Uma proteína chamada fator de liberação se liga ao códon de parada no sítio A e dispara a liberação da cadeia peptídica completa. A cadeia peptídica é liberada de seu tRNA, dobra-se e sai para fazer seu trabalho.

3. Destino do último tRNA e ribossomo amp. Uma vez que o peptídeo é liberado de seu tRNA, o tRNA cai do ribossomo e então o ribossomo se dissocia em subunidades e as subunidades caem do mRNA. As subunidades ribossômicas tRNA e amp podem ser usadas novamente. Sadava fig. 14,17 (12,13) ​​ou Becker fig. 22-11.

Para revisar inícios e paradas, tente os problemas 7-12 G, 7-17 e amp 7-20 B.

III. Papel do RNA de transferência na tradução, cont. - Wobble e amp carregando

UMA . Wobble and Degeneracy - Quantos tRNAs diferentes você precisa para ler todos os 61 códons de aminoácidos?

1. Degenerescência vs ambigüidade

O código genético não é ambíguo - é sempre claro o que uma palavra específica (códon) significa, mas existem sinônimos - várias palavras (códons) para a mesma coisa (AA). Por exemplo. UUU / C (significando UUU ou UUC) é phe. XYU / C sempre codifica para o mesmo AA que XYA / G normalmente faz. (X, Y = qualquer uma das 4 bases.) Veja o texto ou folheto com a tabela de códigos. Qualquer código com essa propriedade - várias palavras para a mesma coisa - é chamado de degenerado. Portanto, o código genético está degenerado.

uma. Ideia: Uma vez que o código é degenerado, você poderia economizar no número de diferentes tRNAs necessários se o mesmo tRNA pudesse ser usado para dois ou mais sinônimo códons. O mesmo tRNA poderia ser usado para dois ou mais códons se você permitir um pouco de flexibilidade no emparelhamento entre a base na posição 3 do códon e sua base correspondente (posição 1) no anticódon. Esta flexibilidade no emparelhamento é conhecida como "oscilação". Devido à oscilação, a posição 3 do códon e a posição 1 do anticódon são conhecidas como "posição de oscilação quotthe" em seus respectivos códons / anticódons.

Nota: Wobble = Vários códons diferentes lidos por um tRNA não vários tRNAs diferentes usados ​​para o mesmo códon. (Pode haver vários tRNAs para o mesmo códon, mas isso é chamado de outra coisa.)

b. Mecanismo: Por oscilação, queremos dizer que as duas bases envolvidas no emparelhamento (aquelas na posição de oscilação do códon e anticódon, respectivamente) podem torcer ligeiramente uma em relação à outra. Devido a essa flexibilidade de alinhamento, as ligações H são possíveis entre grupos que normalmente não formam pares de bases em ácidos nucléicos de fita dupla. . Alguns exemplos são apresentados em Becker fig. 22-4 e no folheto 14 A.

c . Regras de oscilação: As correspondências usuais permitidas na posição de oscilação são as seguintes:

Tipo de RNA Posição da Base Base
tRNA 1ª posição de anticódon UMA C você G EU **
mRNA 3ª posição de códon você G A ou G C ou U U, C ou A

** I = inosina (nome do nucleosídeo) ou hipoxantina (nome da base) = A sem seu amino (tem C = O em vez de C-NH2 na posição 6.)
Como eu pareio com U, C ou A e como U pareia com G é mostrado no folheto 14 A (ou veja Becker, fig. 22-4).

d. Exemplo: O mesmo tRNA (com anticódon 3 'AAG 5') pode emparelhar com o códon UUU e o códon UUC no mRNA. (Lembre-se de que o emparelhamento é antiparalelo, então o anticódon deve estar "de cabeça para baixo" em relação ao mRNA. 3'AAG 5 'em pares de tRNA com 5'UUU ou 5' UUC em mRNA.) Uma vez que UUU e UUC codificam para o mesmo aminoácido (phe), ambos podem emparelhar com o mesmo tRNA carregando phe, e o aminoácido certo (phe) é adicionado a cada vez. Portanto, apenas um tRNA é necessário, em vez de dois, para ler UUU e UUC. (Veja o folheto 14 A ou fig. 22-4 de Becker.)

Nota importante: Nem todas as combinações permitidas pelas & quotrregras de oscilação & quot são compatíveis com o código genético.

  • Nem todos os tRNAs possíveis existem. As combinações que não se enquadram no código não são permitidas - ou seja, os tRNAs correspondentes não existem.
  • Um tRNA deve ler apenas códons sinônomos. As regras de oscilação (consulte a tabela acima e a apostila) indicam que alguns anticódons de tRNA podem emparelhar com vários códons de mRNA diferentes. No entanto, você também precisa ter certeza de que cada tRNA lê apenas códons sinônimos - todos os códons que ele lê devem codificar para o mesmo AA.
  • Um exemplo: Você não pode ter um tRNA com AAI no anticódon. Por que não? AAA, AAG ou AAI (todos escritos de 3 'a 5') podem emparelhar com o códon UUU. Se você tivesse um tRNA com AAI no anticódon, ele emparelharia com UUU, UUC e amp UUA. Esses 3 códons não são sinônimos - nem todos codificam para o mesmo aminoácido. Você precisa de um tRNA que pareie com UUU e / ou UUC, mas não com UUA. Portanto, um tRNA com AAG ou AAA no anticódon é bom, mas um tRNA com AAI não.

e. Quantos tRNAs diferentes? Em média, você precisa de dois tRNAs para cada & quotbox & quot na tabela de código genético. Observe que um tRNA nunca pode ler mais de 3 códons; a maioria dos tRNAs lê dois, e alguns tRNAs lêem apenas um códon. Portanto, você precisa de cerca de 30 tRNAs diferentes, não perto de 64.

Qual é o número exato necessário para ler todos os códons? Vamos começar com um máximo possível. número de 64 e considere os efeitos de partidas, paradas, oscilação etc.

  • Como os começos afetam o # (2 met tRNAs - veja acima) +1
  • Como as paradas afetam o # (sem tRNA para paradas) -3
  • Portanto, se não houvesse oscilação, o total seria 62.
  • Wobble (aprox.) Corta # pela metade - veja os detalhes acima.
  • Qual é o total geral? Precisa de cerca de 30 tRNAs diferentes, não 20 ou 64. (Se você quiser adivinhar o número exato, olhe para o código caixa por caixa. A estimativa usual de min. # Necessário é 32.)

Para revisar a oscilação e a degenerescência, consulte os Problemas 7-15, 7-19 e 7-25.

B. Deslocamento do tRNA - De onde vem a energia para carregar o tRNA?

1. Saldo ATP geral - Como o ATP se encaixa? Existem duas maneiras de explicar como o ATP se encaixa aqui:

Abordagem # 1 - imagem em subida / descida. Veja o folheto 14 B. (compare com a imagem semelhante para fazer DNA.)

Ideia básica: é uma subida da cadeia AA & # 8594, mas é uma descida da cadeia AA-tRNA & # 8594. 2 P são separados do ATP para colocar o AA no tRNA, e é um deslizamento descendente a partir daí (AA-tRNA) para fazer a cadeia. Observe que uma conexão tRNA-AA é quebrada para adicionar um aminoácido, mas a conexão que é quebrada é entre o último aminoácido na cadeia do peptídeo e o tRNA, não entre o novo AA e seu tRNA. (A cadeia de peptídeo adiciona ao AA no próximo tRNA, não o inverso.)

Abordagem # 2 - somar as reações para carregar

(rxn 1) tRNA + AA & # 8594 AA

tRNA (+ água)

(rxn 2) ATP (+ água) & # 8594 AMP + PP eu

(rxn 3) Pirofosfatase: PPeu (+ água) & # 8594 2 Peu

Rxn1 é uma subida, então você deve acoplar rxn (1) à hidrólise do ATP (rxn 2).

& # 916 G o para (1) + (2) é cerca de zero, mas PP 'tase = pirofosfatase remove o produto (rxn. 3) e puxa a reação geral para a direita (como na síntese de ácido nucleico). Em outras palavras, a soma de & # 916 G o para (1) + (2) + (3) é negativa. (A reação líquida é mostrada na parte inferior do folheto 14B.)

O tRNA pode ser usado na síntese de proteínas para fornecer energia livre para a formação de ligações peptídicas.

Observe que há duas maneiras diferentes de obter a energia de duas ligações de & quothigh energy & quot do ATP.

Método 1: você divide duas moléculas de 2ATP, removendo um fosfato de cada vez:

Método 2: você divide uma molécula de ATP, removendo dois fosfatos:

De qualquer maneira, o & quotcusto de energia & quot é o mesmo. A síntese de XTP para a síntese de ácido nucleico usa o primeiro método de síntese de AA

O tRNA para a síntese de proteínas usa o segundo método.

2. Como as reações (1) e (2) são realmente combinadas?

uma. Na verdade, uma única enzima catalisa um rxn de 2 etapas. para cada par AA & amp tRNA, como his e tRNAseu. Ter 2 etapas (usando a mesma enzima e combinando o mesmo AA e o mesmo tRNA) aumenta a precisão da revisão pela DNA polimerase.

b. O resultado líquido é acoplar a hidrólise de ATP e o carregamento de tRNA da seguinte forma (também na apostila):

(a) ATP + AA & # 8594 AMP

net = ATP + AA + tRNA & # 8594 AMP + PP eu + AA

Como explicado acima, & # 916G o para isso é cerca de zero, mas a pirofosfatase puxa como para a síntese de DNA. Se você incluir a ação da pirofosfatase, net global = mesmo que (1) + (2) + (3) acima.

c. A reação de carga / carga é muito complexa, mas tem 2 funções : precisão / especificidade e energia. A parte de 2 etapas aumenta a precisão / especificidade geral rxn. conecta a hidrólise do ATP à síntese de proteínas.

Para um diagrama, consulte Sadava fig. 14,13 (12,9) ou Becker fig. 22-5.

d. Nomes de enzimas envolvidas enfatize as funções múltiplas das reações acima. A enzima é chamada de enzima de carga, enzima de ativação / carga ou aminoacil-tRNA sintetase. Nomes diferentes enfatizam trabalho (s) diferente (s) da enzima:

  • carregando enzima - transfere AA ('transfere a carga') para mRNA
  • Enzima de ativação - bloqueia a energia para a formação da ligação peptídica
  • AA-tRNA sintase (ou sintetase) - faz a correspondência precisa de AA e tRNA garante a especificidade

Clique aqui para síntese de proteína animada (no Netscape & gt = 4, você pode controlar a animação com o botão direito do mouse. No Netscape 3, você pode reiniciar a animação com o botão Recarregar e interrompê-la a qualquer ponto com o botão Parar). Esta animação foi feita por um TA desta turma. Existem muitas outras animações na web. Vá para o Google e digite 'animação de síntese de proteína' para uma coleção inteira. (Informe ao Dr. M se você encontrar uma que seja realmente útil.) Outra animação está em http://highered.mcgraw-hill.com/olc/dl/120077/micro06.swf.


4
. Resumo de como o & quotRNA faz a proteína& quot

A. Quantos tipos diferentes de RNA são necessários? Rever:

1. Papel do mRNA. O DNA codifica o mRNA, e você usa o mRNA para fazer proteínas. Mas o mRNA é tudo que você precisa? Claro que não.

2. Também precisa de tRNA e ribossomos (contendo rRNA) bem como mRNA.

uma. De onde vêm o tRNA e o rRNA? Todos os RNAs são codificados pelo DNA assim como o mRNA. Portanto, existem genes para tRNAs e rRNAs no DNA. (Os genes não codificam apenas para proteínas e os respectivos genes do mRNA também codificam para outros RNAs necessários junto com o mRNA para fazer proteínas.)

b. tRNA e rRNA não são usados ​​como modelos . Quando os genes de tRNA e rRNA são transcritos, os produtos se dobram, se associam a proteínas se necessário (para rRNA) e realizam seu trabalho. Esses RNAs não são traduzidos - são agentes que auxiliam na tradução de outros RNAs (mRNA).

3. Diferentes tipos de RNA têm diferentes meias-vidas

uma. O tRNA e o rRNA têm vida relativamente longa. As moléculas individuais duram muito tempo e são usadas continuamente antes de serem degradadas.

b. O mRNA procariótico tem vida relativamente curta. Os mRNAs são produzidos constantemente, usados ​​por um curto período de tempo e degradados.

c. Os mRNAs eucarióticos variam - alguns, mas não todos, têm vida curta, alguns têm vida longa. Exemplos próximo termo.

B. O RNA sozinho produz proteínas? Não. Provavelmente deveríamos dizer & quotProteína e RNA fazem a proteína & quot

Você precisa de enzimas, fatores de iniciação (IF's) e fatores de alongamento (EF's), prot ribossomal. etc. também, não apenas mRNA ou apenas mRNA, tRNA e rRNA.(Para todos os detalhes de IFs, EFs etc., veja Becker fig. 22-10.) Mas você precisa de proteína para fazer tudo, é a parte do RNA que é incomum. Sim, este é um problema do ovo e da galinha. É por isso que você precisa de uma célula - com tudo o que é necessário para fazer uma proteína - para fazer (outra) célula.

C. quantos diferente tipos dos vários RNAs são necessários? Vamos considerar o que é necessário para fazer um polipeptídeo e o que você precisa mudar se quiser fazer um segundo peptídeo diferente.

1. O que é necessário para fazer um peptídeo?

uma. mRNA -- Você precisa de um tipo para fazer um polipeptídeo.

b. rRNA - Você precisa de vários tipos (3-4) para fazer um ribossomo exato # depende se é um ribossomo eucariótico ou procariótico.

c. tRNA - Você precisa de um conjunto completo (para pegar todos os aminoácidos e ler todos os códons, mas parar). Isso pressupõe que o peptídeo que você está produzindo contém todos os 20 aminoácidos e o mRNA usa todos os códons possíveis. Calculamos acima que você precisará de cerca de 30 tipos diferentes.

Nota: a questão aqui é quantos diferente tipos de que você precisa, não quantos de cada tipo. Se o mesmo códon ocorrer duas vezes consecutivas, você precisará de duas cópias do tipo correspondente de tRNA.

2. E se você quiser fazer uma proteína diferente?

uma. mRNA - Você precisará de um mRNA diferente para fazer um segundo (diferente) peptídeo? Sim (mas veja a nota em *) - você precisa de uma sequência única de nucleotídeos (no modelo de mRNA) para fazer cada peptídeo exclusivo.

*Observação: um único mRNA pode às vezes carregar várias seções diferentes, cada uma codificando um peptídeo diferente. Nesse caso, você poderia usar uma seção diferente do mesmo mRNA para fazer um peptídeo diferente.
Os RNAs mensageiros que carregam a informação para formar vários peptídeos são chamados de "mRNAs policistrônicos" e serão discutidos quando chegarmos aos operons. Os mRNAs policistrônicos são comuns em procariotos, mas raros em eucariotos.

b. rRNA - Depois de ter um conjunto completo de rRNAs (e um ribossomo), você precisa de um novo conjunto para fazer um segundo peptídeo? Não, o mesmo ribossomo pode ler qualquer mensagem. (Uma célula real tem muitos ribossomos, mas todos são iguais.)

c. tRNA - Depois de ter um conjunto completo de tRNAs, você precisará de um novo conjunto para fazer um peptídeo diferente? Não. O mesmo conjunto pode ser usado repetidamente para fazer qualquer número de peptídeos diferentes. (Uma célula real tem muitas moléculas de cada tipo de tRNA, assim como tem muitos ribossomos.)

3. Resumo: mRNA é o software exclusivo da proteína que está sendo produzida tRNA & amp rRNA (e proteínas associadas a amp) são o hardware que pode ser usado para fazer qualquer proteína.

Para revisar quantos RNAs diferentes são necessários para & quotfazer proteína & quot resolver os problemas 7-14 e amp 7-17.

V. Mutações (se não chegarmos a isso, faremos na próxima vez)

Síntese de tRNA ou rRNA. Se você cometer um erro ao alinhar os nucleotídeos em uma molécula de tRNA ou rRNA, os resultados serão semelhantes.

Síntese de mRNA. Se você cometer um erro ao alinhar os nucleotídeos no mRNA, obtenha algumas moléculas de proteínas ruins. Pior, mas suportável. Depois que essa molécula de mRNA for descartada, o novo mRNA e a proteína produzida estarão ok.

Replicação de DNA. Se você cometer um erro ao alinhar os nucleotídeos do DNA, o que acontecerá? Os erros podem ser reparados, as células têm enzimas para isso. Se não for reparado, na próxima replicação, um descendente obtém um DNA completamente alterado e a sequência alterada é transmitida para sempre. Todos os novos RNA e proteínas serão alterados. Então, isso é realmente sério, e isso é o que significa uma mutação. (Erros na síntese de RNA e proteína - desde que o DNA esteja ok - não são chamados de mutações. Eles são chamados de erros.)

B. Como ocorrem os erros na síntese do DNA?

As bases podem se emparelhar (se estiverem na forma tautomérica errada ou danificadas) - Veja Sadava fig. 15,5 (12,20). A DNA polimerase pode deslizar em relação ao molde e adicionar bases extras ou deixar algumas de fora. A revisão mantém os erros de pareamento incorreto baixos, mas não zero. As enzimas de reparo corrigem alguns erros. (Veja abaixo por que as mutações são necessárias.) Após ocorrer um erro (colocar a base errada), a outra fita ainda está correta. Mas se o DNA com erro em uma fita for replicado antes que o erro seja corrigido, uma das moléculas filhas terá duas fitas alteradas. (Outra molécula filha ficará bem.)

Uma molécula de DNA de fita dupla com uma fita alterada ainda pode ser corrigida (por enzimas de reparo), mas uma molécula com duas fitas alteradas não pode ser corrigida. Uma vez que ambas as fitas são alteradas, a mutação é freqüentemente considerada 'fixa', significando 'permanente'. Observe que, neste contexto, 'fixo' significa o oposto de 'corrigido'.

C. Definição / terminologia de mutações Ver Becker Box 22B p. 694 (p. 700) ou Sadava fig. 15,2 (cap. 12.6 p. 275-276).

1. Erros contra mutações. Os erros na síntese de RNA ou proteína são chamados de erros, mas os erros na síntese de DNA (que não são corrigidos) são chamados de mutações. Qualquer coisa que mude o DNA é chamada de mutação, e um organismo com mutação é chamado de mutante. O organismo normal ou inicial (ou padrão) é freqüentemente chamado de "tipo selvagem". Uma alteração no RNA ou proteína que não afeta o DNA não é chamada de mutação.

2. Tipos de mutações - Terminologia Veja Sadava fig. 15,2 (ch. 12.6) ou Becker Box 22B

uma. Substituição = mudança na (s) base (s).

b. Exclusão / inserção = remoção ou adição de base (s).

c. Frameshift. Uma inserção / deleção de 1 ou 2 bases (em uma região de codificação) é chamada de frameshift porque o mRNA com tal mutação é mal lido no "frame de leitura" errado (grupos errados de três nucleotídeos) até o final do gene (ou até que o ribossomo atinja um códon de parada). Observe a diferença drástica nos efeitos entre substituições e frameshifts.

d. Nonsense vs Mis-sense . Uma mutação que gera um códon de parada é algumas vezes chamada de mutação "sem sentido", aquela que muda um aminoácido para outro é chamada de mutação "sem sentido".

3. Fenótipo e genótipo

O estado do DNA é conhecido como o genótipo as propriedades observáveis ​​do organismo são conhecidas como fenótipo. Uma mutação altera o genótipo, mas pode ou não alterar o fenótipo. Veja os problemas de recitação # 8.

D. Por que as mutações são importantes?

1. Fonte de diversidade evolutiva - fonte de todas as variações no fenótipo para seleção para agir sobre o motivo de haver espécies diferentes (e por que estamos aqui). Isso é bom no geral, mas não é bom para nós quando é HIV, gripe ou qualquer outro agente infeccioso que está sofrendo mutação.

2. Fonte de diversidade individual (e não funcional). A mutação leva a variações no DNA não codificador. Isso tem pouca ou nenhuma consequência funcional, mas as variações são úteis para traçar linhas evolutivas de descendência e fazer identificações. (Esta é a base de todos os IDs forenses.) As variações que não afetam o fenótipo persistem porque não há seleção a favor ou contra qualquer versão em particular. (Indivíduos que carregam qualquer mutação particular não têm nenhuma vantagem ou desvantagem reprodutiva.)

3. Causar doenças hereditárias como hemofilia, Tay Sachs, etc. (Pode causar câncer em células somáticas.) Para manter as vantagens de (1) e evitar as desvantagens de (3), os organismos mantêm o nível de mutação baixo, mas diferente de zero, por meio de extensa edição, reparo, etc. do DNA

4. As mutações são uma ferramenta muito útil para descobrir como as coisas funcionam.

  • Os efeitos de estudo dos frameshifts nos permitiram começar a quebrar o código genético - veja o livro de probabilidades, problemas de recitação e textos (para detalhes veja 'mutações frameshift' em Becker)

  • Permite-nos eliminar uma proteína de cada vez e ver o que acontece - indica qual foi a função da proteína em primeiro lugar. (Como na descoberta de caminhos no livro de probabilidades.) O mesmo efeito geralmente pode ser alcançado com RNAi (ou antisense) ou com drogas.

Observação: neste curso, geralmente dizemos primeiro como funciona e, em seguida, fornecemos as mutações para testar sua compreensão. Historicamente, geralmente funciona ao contrário - as mutações são estudadas primeiro e os detalhes de 'como funciona' são descobertos a partir da análise dos mutantes. Por exemplo, o código genético foi parcialmente 'quebrado' ao observar as mutações e ver como as mudanças no DNA se correlacionavam com as mudanças na proteína correspondente. (Foi necessária bioquímica para terminar o trabalho.) Veja os textos para obter detalhes.

Para revisar as mutações, consulte os problemas de recitação nº 8 e o problema 7-22. (7-23, 7-24 e amp 7-26 também lidam com mutações.)

Copyright 2010 Deborah Mowshowitz e Lawrence Chasin Departamento de Ciências Biológicas da Columbia University New York, NY.


Resultados e discussão

A correlação entre o proteoma e a abundância do transcriptoma em leveduras tem sido amplamente estudada e observada como fracamente positiva [2, 3]. As mudanças nas dobras também mostraram correlações positivas fracas [31]. Nesta análise, usamos dados experimentais de transcriptoma e proteoma de levedura (ver tabela no Arquivo Adicional 1 para mais detalhes) para investigar quanto da variação na relação entre essas duas quantidades é explicada pela variação no uso de códons [14, 15, 25, 40, 41]. Mais detalhes das técnicas experimentais dos conjuntos de dados mostrados no Arquivo Adicional 1 (tabela suplementar S2) podem ser vistos em outro lugar [31–35]. Isso foi demonstrado por Najafabadi et al. [14] que o conteúdo de uso do códon fornece informações diretas sobre a taxa de alongamento da tradução com base na demanda de tRNA, o que afeta a alteração dos níveis de proteína. No entanto, existem diferenças essenciais no tipo de dados e no método usado para a análise em comparação com o nosso trabalho. Najafabadi et al inicialmente agruparam os padrões de expressão usando a "média" em várias condições nos níveis de expressão e "padrões" de expressão para realizar a análise de uso de códons e modulação de tRNA. Em nossa abordagem, inicialmente usamos o uso de códons como um meio para identificar conjuntos de genes semelhantes e realizamos a análise usando níveis de transcriptoma e proteoma de forma independente para cada uma das condições consideradas.

A análise inicial teve como objetivo identificar classes de genes com uso de códons semelhantes em sua sequência primária usando todo o genoma anotado. A partir da análise do SOM, obtivemos um conjunto de 20 clusters diferentes em que o maior cluster continha 712 ORFs e os menores 190 ORFs. A distribuição dos clusters é mostrada na Figura 3.

Os resultados da aplicação do SOM podem ser observados na Figura 4 que contém a matriz de distâncias unificada (matriz U) mostrando as distâncias entre os clusters e também contém a projeção tipo PCA dos diferentes clusters. A Figura 4a) mostra a distribuição dos clusters e as distâncias entre eles. Na projeção tipo PCA, Figura 4b), é mostrado que a separação dos clusters é uniforme.

a) Matriz U com os 20 clusters (de C1-C20) eb) projeção tipo PCA. O agrupamento SOM foi baseado nas sequências de aminoácidos da proteína. Na matriz U, a cor azul separa os neurônios que estão próximos uns dos outros e o vermelho para os neurônios que estão distantes.

Cada um dos clusters contém um número diferente de genes (Figura 3) e para identificar a funcionalidade desses genes aplicamos um teste de distribuição hipergeométrica para avaliar a super-representação do processo biológico GO. A ferramenta BINGO [29], um plug-in do Cytoscape [42], foi usada para realizar a análise. No total, o teste hipergeométrico relatou 596 termos diferentes do processo biológico GO, dos quais apenas 115 foram observados repetidamente nos diferentes grupos. A análise mostra o enriquecimento de muitos termos e, ao tomar os 5 termos GO mais significativos (com um valor p & lt 0,01 e após correção de teste múltiplo, FDR), observamos que há poucas sobreposições entre os clusters (ver Tabela 1). A análise detalhada do GO está contida no arquivo adicional 3. Essa observação sugere que a estrutura primária das proteínas pode ser selecionada naturalmente, de modo que as proteínas que desempenham funções semelhantes tenham frequências de códons semelhantes [15, 25, 43]. A razão para isso pode ser que proteínas com frequências de códons semelhantes respondem de maneira semelhante a mudanças nos níveis de transcrição, como foi sugerido também em Akashi H. (2003) e Tuller et al. (2007).

Cada cluster obtido da análise SOM contém genes que mostram frequências de códons semelhantes. Assim, a fim de investigar o quanto da variância na relação entre a alteração da proteína e do mRNA é o resultado das diferenças na frequência de códons, estimamos o fator de amplificação x jpara cada ponto de dados de acordo com a Eq. 9. Os cálculos foram realizados para cada um dos 6 conjuntos de dados considerados. A Tabela 2 apresenta as somas dos quadrados dos desvios da média (Equações 9-13) entre e dentro dos clusters. Pode-se ver que para todos os conjuntos de dados, a soma dos quadrados entre os clusters é maior do que a soma dos quadrados dentro dos clusters. Por exemplo, para Usaite.snf1, a fração da variabilidade dentro dos clusters é 0,27 e a fração da variabilidade entre os clusters é 0,73. Isso significa que proteínas mais semelhantes em termos de frequência de códons, apresentam respostas semelhantes na concentração de proteínas a mudanças no mRNA, portanto, a maior parte da variabilidade na relação mRNA-proteína pode ser explicada pela frequência de códons. O resto da variabilidade é atribuída a fatores como degradação de proteínas e parece ser menor em comparação com o efeito da variabilidade na frequência do códon. O teste F mostra que, exceto para um dos seis conjuntos de dados, a hipótese nula (por exemplo, todos os clusters têm o mesmo fator de amplificação médio) pode ser rejeitada com segurança.

Como alternativa a esta análise, usamos exatamente o mesmo procedimento, mas usando o conteúdo de aminoácidos em vez da frequência de códons. No Arquivo Adicional 1, a Tabela 2 apresenta os valores da variância comparando o conteúdo de aminoácidos e a frequência de códons. Como era de se esperar, as mesmas conclusões podem ser extraídas usando a frequência de códons e o conteúdo de aminoácidos.


11.4 Síntese de Proteína (Tradução)

A síntese de proteínas consome mais energia da célula do que qualquer outro processo metabólico. Por sua vez, as proteínas são responsáveis ​​por mais massa do que qualquer outra macromolécula de organismos vivos. Eles desempenham virtualmente todas as funções de uma célula, servindo como elementos funcionais (por exemplo, enzimas) e estruturais. O processo de tradução, ou síntese de proteínas, a segunda parte da expressão gênica, envolve a decodificação por um ribossomo de uma mensagem de mRNA em um produto polipeptídico.

O Código Genético

A tradução do modelo de mRNA converte a informação genética baseada em nucleotídeos na “linguagem” de aminoácidos para criar um produto proteico. Uma sequência de proteína consiste em 20 aminoácidos de ocorrência comum. Cada aminoácido é definido no mRNA por um tripleto de nucleotídeos chamado códon. A relação entre um códon de mRNA e seu aminoácido correspondente é chamada de código genético.

O código de três nucleotídeos significa que há um total de 64 combinações possíveis (4 3, com quatro nucleotídeos diferentes possíveis em cada uma das três posições diferentes dentro do códon). Este número é maior do que o número de aminoácidos e um determinado aminoácido é codificado por mais de um códon (Figura 11.12). Essa redundância no código genético é chamada de degeneração. Normalmente, enquanto as duas primeiras posições em um códon são importantes para determinar qual aminoácido será incorporado em um polipeptídeo em crescimento, a terceira posição, chamada de posição oscilante, é menos crítica. Em alguns casos, se o nucleotídeo na terceira posição for alterado, o mesmo aminoácido ainda será incorporado.

Enquanto 61 dos 64 tripletos possíveis codificam para aminoácidos, três dos 64 códons não codificam para um aminoácido, eles terminam a síntese de proteínas, liberando o polipeptídeo do mecanismo de tradução. Estes são chamados de códon de parada s ou códon sem sentido s. Outro códon, AUG, também tem uma função especial. Além de especificar o aminoácido metionina, também serve normalmente como o códon de início para iniciar a tradução. O quadro de leitura, a forma como os nucleotídeos no mRNA são agrupados em códons, para tradução é definida pelo códon de início AUG próximo à extremidade 5 'do mRNA. Cada conjunto de três nucleotídeos após este códon de início é um códon na mensagem de mRNA.

O código genético é quase universal. Com algumas exceções, virtualmente todas as espécies usam o mesmo código genético para a síntese de proteínas, o que é uma evidência poderosa de que toda a vida existente na Terra compartilha uma origem comum. No entanto, aminoácidos incomuns, como selenocisteína e pirrolisina, foram observados em arquéias e bactérias. No caso da selenocisteína, o códon usado é UGA (normalmente um códon de parada). No entanto, UGA pode codificar para selenocisteína usando uma estrutura de haste-alça (conhecida como a sequência de inserção de selenocisteína ou elemento SECIS), que é encontrada na região 3 'não traduzida do mRNA. A pirrolisina usa um códon de parada diferente, UAG. A incorporação de pirrolisina requer a pylS gene e um único RNA de transferência (tRNA) com um anticódon CUA.

Verifique a sua compreensão

  • Quantas bases existem em cada códon?
  • Que aminoácido é codificado pelo códon AAU?
  • O que acontece quando um códon de parada é alcançado?

A máquina de síntese de proteínas

Além do modelo de mRNA, muitas moléculas e macromoléculas contribuem para o processo de tradução. A composição de cada componente varia entre os táxons, por exemplo, os ribossomos podem consistir em diferentes números de RNAs ribossômicos (rRNAs) e polipeptídeos, dependendo do organismo. No entanto, as estruturas e funções gerais da maquinaria de síntese de proteínas são comparáveis ​​das bactérias às células humanas. A tradução requer a entrada de um modelo de mRNA, ribossomos, tRNAs e vários fatores enzimáticos.

Ribossomos

Um ribossomo é uma macromolécula complexa composta de rRNAs catalíticos (chamados de ribozimas) e rRNAs estruturais, bem como de muitos polipeptídeos distintos. Os rRNAs maduros constituem aproximadamente 50% de cada ribossomo. Os procariotos têm ribossomos 70S, enquanto os eucariotos têm ribossomos 80S no citoplasma e retículo endoplasmático rugoso e ribossomos 70S nas mitocôndrias e cloroplastos. Os ribossomos se dissociam em subunidades grandes e pequenas quando não estão sintetizando proteínas e se reassociam durante o início da tradução. No E. coli, a pequena subunidade é descrita como 30S (que contém a subunidade 16S rRNA), e a grande subunidade é 50S (que contém as subunidades 5S e 23S rRNA), para um total de 70S (as unidades Svedberg não são aditivas). Os ribossomos eucariotos têm uma pequena subunidade 40S (que contém a subunidade 18S rRNA) e uma grande subunidade 60S (que contém as subunidades 5S, 5.8S e 28S rRNA), para um total de 80S. A pequena subunidade é responsável pela ligação ao molde do mRNA, enquanto a subunidade grande liga os tRNAs (discutido na próxima subseção).

Cada molécula de mRNA é traduzida simultaneamente por muitos ribossomos, todos sintetizando proteínas na mesma direção: lendo o mRNA de 5 'para 3' e sintetizando o polipeptídeo do terminal N para o terminal C. A estrutura completa contendo um mRNA com vários ribossomos associados é chamada de polirribossomo (ou polissomo).Em ambas as bactérias e arqueas, antes de ocorrer a terminação da transcrição, cada transcrição que codifica a proteína já está sendo usada para iniciar a síntese de numerosas cópias do (s) polipeptídeo (s) codificado (s) porque os processos de transcrição e tradução podem ocorrer simultaneamente, formando polirribossomos (Figura 11.13) . A razão pela qual a transcrição e a tradução podem ocorrer simultaneamente é porque ambos os processos ocorrem na mesma direção 5 'para 3', ambos ocorrem no citoplasma da célula e porque o RNA transcrito não é processado uma vez que é transcrito. Isso permite que uma célula procariótica responda a um sinal ambiental que requer novas proteínas muito rapidamente. Em contraste, em células eucarióticas, a transcrição e tradução simultâneas não são possíveis. Embora os polirribossomos também se formem em eucariotos, eles não podem fazê-lo até que a síntese de RNA esteja completa e a molécula de RNA tenha sido modificada e transportada para fora do núcleo.

RNAs de transferência

Os RNAs de transferência (tRNAs) são moléculas de RNA estruturais e, dependendo da espécie, muitos tipos diferentes de tRNAs existem no citoplasma. As espécies bacterianas normalmente têm entre 60 e 90 tipos. Servindo como adaptadores, cada tipo de tRNA se liga a um códon específico no modelo de mRNA e adiciona o aminoácido correspondente à cadeia polipeptídica. Portanto, os tRNAs são as moléculas que realmente “traduzem” a linguagem do RNA para a linguagem das proteínas. Como moléculas adaptadoras de tradução, é surpreendente que os tRNAs possam caber tanta especificidade em um pacote tão pequeno. A molécula de tRNA interage com três fatores: aminoacil tRNA sintetases, ribossomos e mRNA.

Os tRNAs maduros assumem uma estrutura tridimensional quando as bases complementares expostas na molécula de RNA de fita simples se ligam entre si (Figura 11.14). Esta forma posiciona o local de ligação do aminoácido, denominado extremidade de ligação do aminoácido CCA, que é uma sequência de citosina-citosina-adenina na extremidade 3 'do tRNA e o anticódon na outra extremidade. O anticódon é uma sequência de três nucleotídeos que se liga a um códon do mRNA por meio do emparelhamento de bases complementares.

Um aminoácido é adicionado ao final de uma molécula de tRNA por meio do processo de "carregamento" de tRNA, durante o qual cada molécula de tRNA é ligada ao seu aminoácido correto ou cognato por um grupo de enzimas chamadas aminoacil tRNA sintetase s. Existe pelo menos um tipo de aminoacil ARNt sintetase para cada um dos 20 aminoácidos. Durante esse processo, o aminoácido é primeiro ativado pela adição de monofosfato de adenosina (AMP) e, em seguida, transferido para o tRNA, tornando-o um tRNA carregado, e o AMP é liberado.

Verifique a sua compreensão

  • Descreva a estrutura e composição do ribossomo procariótico.
  • Em que direção o modelo de mRNA é lido?
  • Descreva a estrutura e função de um tRNA.

O mecanismo de síntese de proteínas

A tradução é semelhante em procariontes e eucariontes. Aqui vamos explorar como a tradução ocorre em E. coli, um procariota representativo e especificar quaisquer diferenças entre a tradução bacteriana e eucariótica.

Iniciação

O início da síntese de proteínas começa com a formação de um complexo de iniciação. No E. coli , este complexo envolve o pequeno ribossomo 30S, o molde de mRNA, três fatores de iniciação que ajudam o ribossomo a se montar corretamente, trifosfato de guanosina (GTP) que atua como uma fonte de energia e um iniciador especial transportando tRNA N-formil-metionina (fMet-tRNA fMet) (Figura 11.15). O tRNA iniciador interage com o códon de iniciação AUG do mRNA e carrega uma metionina formilada (fMet). Devido ao seu envolvimento na iniciação, fMet é inserido no início (terminal N) de cada cadeia polipeptídica sintetizada por E. coli. No E. coli O mRNA, uma sequência líder a montante do primeiro códon AUG, chamada de sequência Shine-Dalgarno (também conhecida como sítio de ligação ribossômica AGGAGG), interage por meio do emparelhamento de bases complementares com as moléculas de rRNA que compõem o ribossomo. Esta interação ancora a subunidade ribossômica 30S no local correto no modelo de mRNA. Nesse ponto, a subunidade ribossômica 50S se liga ao complexo de iniciação, formando um ribossomo intacto.

Em eucariotos, a formação do complexo de iniciação é semelhante, com as seguintes diferenças:

  • O tRNA iniciador é um tRNA especializado diferente que carrega metionina, chamado Met-tRNAi
  • Em vez de se ligar ao mRNA na sequência de Shine-Dalgarno, o complexo de iniciação eucariótica reconhece o cap 5 'do mRNA eucariótico, então segue ao longo do mRNA na direção 5' para 3 'até que o códon de início de AUG seja reconhecido. Neste ponto, a subunidade 60S se liga ao complexo de Met-tRNAi, mRNA e a subunidade 40S.

Alongamento

Em procariontes e eucariotos, os fundamentos do alongamento da tradução são os mesmos. No E. coli , a ligação da subunidade ribossômica 50S para produzir o ribossomo intacto forma três locais ribossômicos funcionalmente importantes: O local A (aminoacil) se liga aos tRNAs aminoacil carregados de entrada. O sítio P (peptidil) se liga a tRNAs carregados contendo aminoácidos que formaram ligações peptídicas com a cadeia polipeptídica em crescimento, mas ainda não se dissociaram de seu tRNA correspondente. O sítio E (saída) libera tRNAs dissociados para que possam ser recarregados com aminoácidos livres. Há uma exceção notável a esta linha de montagem de tRNAs: durante a formação do complexo de iniciação, fMet − tRNA fMet bacteriano ou Met-tRNAi eucariótico Met-tRNAi entra no sítio P diretamente sem primeiro entrar no sítio A, fornecendo um sítio A livre pronto para aceitar o tRNA correspondente ao primeiro códon após o AUG.

O alongamento prossegue com movimentos de códon único do ribossomo, cada um denominado evento de translocação. Durante cada evento de translocação, os tRNAs carregados entram no local A, depois mudam para o local P e, finalmente, para o local E para remoção. Os movimentos ribossomais, ou etapas, são induzidos por mudanças conformacionais que avançam o ribossomo por três bases na direção 3 '. As ligações peptídicas se formam entre o grupo amino do aminoácido ligado ao tRNA do local A e o grupo carboxila do aminoácido ligado ao tRNA do local P. A formação de cada ligação peptídica é catalisada pela peptidil transferase, uma ribozima baseada em RNA que é integrada à subunidade ribossômica 50S. O aminoácido ligado ao tRNA do sítio P também está ligado à crescente cadeia polipeptídica. À medida que o ribossomo atravessa o mRNA, o antigo tRNA do local P entra no local E, se desprende do aminoácido e é expelido. Várias das etapas durante o alongamento, incluindo a ligação de um aminoacil tRNA carregado ao sítio A e a translocação, requerem energia derivada da hidrólise do GTP, que é catalisada por fatores de alongamento específicos. Incrivelmente, o E. coli O aparelho de tradução leva apenas 0,05 segundos para adicionar cada aminoácido, o que significa que uma proteína de 200 aminoácidos pode ser traduzida em apenas 10 segundos.

Terminação

O término da tradução ocorre quando um códon sem sentido (UAA, UAG ou UGA) é encontrado para o qual não há tRNA complementar. Ao se alinharem com o local A, esses códons sem sentido são reconhecidos por fatores de liberação em procariotos e eucariotos que resultam na separação do aminoácido do local P de seu tRNA, liberando o polipeptídeo recém-formado. As subunidades ribossômicas pequenas e grandes se dissociam do mRNA e umas das outras são recrutadas quase imediatamente para outro complexo de iniciação da tradução.

Em resumo, existem várias características-chave que distinguem a expressão de genes procarióticos daquela observada em eucariotos. Eles são ilustrados na Figura 11.16 e listados na Figura 11.17.

Direcionamento, dobramento e modificação de proteínas

Durante e após a tradução, os polipeptídeos podem precisar ser modificados antes de serem biologicamente ativos. As modificações pós-traducionais incluem:


Assista o vídeo: Unha de Gel - Gel Nail New Nails Art Design 2021 Nails Art Ideas Nails Inspiration #shorts (Agosto 2022).