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14: Quimolitotrofia e metabolismo do nitrogênio - Biologia

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Quimiolitotrofia

Quimiolitotrofia é a oxidação de produtos químicos inorgânicos para a geração de energia. O processo pode usar a fosforilação oxidativa, assim como a respiração aeróbica e anaeróbica, mas agora a substância que está sendo oxidada (o doador de elétrons) é um composto inorgânico. Os elétrons são passados ​​para portadores dentro da cadeia de transporte de elétrons, gerando uma força motriz de prótons que é usada para gerar ATP com a ajuda da ATP sintase.

Vias de quimiolitotrofia.

Doadores de elétrons

Os quimiolitotróficos usam uma variedade de compostos inorgânicos como doadores de elétrons, sendo as substâncias mais comuns gás hidrogênio, compostos de enxofre (como sulfeto e enxofre), compostos de nitrogênio (como amônio e nitrito) e ferro ferroso.

  • Oxidantes de hidrogênio - esses organismos oxidam gás hidrogênio (H2) com o uso de um hidrogenase enzima. Existem oxidantes de hidrogênio aeróbicos e anaeróbicos, e os organismos aeróbicos acabam reduzindo o oxigênio à água.
  • Oxidantes de enxofre - como grupo, esses organismos são capazes de oxidar uma grande variedade de compostos de enxofre reduzido e parcialmente reduzido, como sulfeto de hidrogênio (H2S), enxofre elementar (S0), tiossulfato (S2O32-) e sulfito (SO32-). O sulfato (SO42-) é freqüentemente um subproduto da oxidação. Muitas vezes, a oxidação ocorre de forma gradual com a ajuda do sulfito oxidase enzima.
  • Oxidantes de nitrogênio - a oxidação da amônia (NH3) é realizada como um processo de duas etapas pela nitrificação de micróbios, onde um grupo oxida a amônia em nitrito (NO2-) e o segundo grupo oxida o nitrito em nitrato (NO3-). Todo o processo é conhecido como nitrificação e é realizado por pequenos grupos de bactérias aeróbicas e arquéias, freqüentemente encontradas vivendo juntas no solo ou em sistemas de água.
  • Oxidantes de ferro - esses organismos oxidam ferro ferroso (Fe2 +) em ferro férrico (Fe3 +). Como o Fe2 + tem um potencial de redução padrão positivo, os bioenergéticos não são extremamente favoráveis, mesmo usando o oxigênio como um aceptor final de elétrons. A situação se torna mais difícil para esses organismos pelo fato de que o Fe2 + se oxida espontaneamente em Fe3 + na presença de oxigênio; os organismos devem usá-lo para seus próprios fins antes que isso aconteça.

Aceitadores de elétrons

A quimiolitotrofia pode ocorrer aerobicamente ou anaerobicamente. Assim como acontece com qualquer tipo de respiração, o melhor aceptor de elétrons é o oxigênio, para criar a maior distância entre o doador de elétrons e o aceptor de elétrons. O uso de um aceptor sem oxigênio permite que os quimiolitotróficos tenham maior diversidade e a capacidade de viver em uma ampla variedade de ambientes, embora sacrifiquem a produção de energia.

Quantidade de ATP gerado

Assim como os doadores e aceitadores de elétrons podem variar amplamente para esse grupo de organismos, a quantidade de ATP gerada por seus esforços também variará amplamente. Eles não produzirão tanto ATP quanto um organismo usando respiração aeróbica, uma vez que o maior ΔE0 'é encontrado usando glicose como um doador de elétrons e oxigênio como um aceitador de elétrons. Mas quanto menos do que 32 moléculas de ATP depende muito do doador e do aceitador que estão sendo usados. Quanto menor a distância entre os dois, menos ATP será formado.

Quimiolitoautotrofos vs quimiolitoheterotrofos

A maioria dos quimiolitotróficos são autótrofos (quimiolitoautotróficos), onde fixam o dióxido de carbono atmosférico para reunir os compostos orgânicos de que precisam. Esses organismos requerem ATP e poder de redução (ou seja, NADH / NADPH) para, em última análise, converter a molécula oxidada de CO2 em um composto orgânico muito reduzido, como a glicose. Se um quimiolitoautotrofo estiver usando um doador de elétrons com um potencial redox mais alto do que NAD + / NADP, ele deve usar fluxo reverso de elétrons para empurrar os elétrons de volta para a torre de elétrons. Isso é energeticamente desfavorável para a célula, consumindo energia da força motriz do próton para conduzir os elétrons na direção reversa de volta através do ETC.

Alguns micróbios são quimiolitoheterotróficos, usando um produto químico inorgânico para suas necessidades de energia e elétrons, mas contando com produtos químicos orgânicos no ambiente para suas necessidades de carbono. Esses organismos também são chamados mixotrofos, uma vez que requerem compostos inorgânicos e químicos para seu crescimento e reprodução.

Metabolismo do nitrogênio

O ciclo do nitrogênio descreve as diferentes maneiras pelas quais o nitrogênio, um elemento essencial para a vida, é usado e convertido pelos organismos para vários fins. Muitas das conversões químicas são realizadas por micróbios como parte de seu metabolismo, desempenhando um serviço valioso no processo para outros organismos, fornecendo-lhes uma forma química alternativa do elemento.

Ciclo do nitrogênio.

Fixação de nitrogênio

Fixação de nitrogênio descreve a conversão do gás dinitrogênio relativamente inerte (N2) em amônia (NH3), uma forma de nitrogênio muito mais utilizável para a maioria das formas de vida. O processo é realizado por diazotróficos, um número limitado de bactérias e arquéias que podem crescer sem uma fonte externa de nitrogênio fixo, por causa de suas habilidades. A fixação de nitrogênio é um processo essencial para os organismos da Terra, uma vez que o nitrogênio é um componente necessário de várias moléculas orgânicas, como aminoácidos e nucleotídeos. Plantas, animais e outros organismos dependem de bactérias e arquéias para fornecer nitrogênio em uma forma fixa, uma vez que nenhum eucarioto é conhecido que possa fixar nitrogênio.

A fixação do nitrogênio é um processo extremamente intensivo em energia e elétrons, para quebrar a ligação tripla do N2 e reduzi-la a NH3. Requer uma enzima particular conhecida como nitrogenase, que é inativado pelo O2. Assim, a fixação de nitrogênio deve ocorrer em um ambiente anaeróbio. Organismos fixadores de nitrogênio aeróbicos devem criar condições ou arranjos especiais para proteger suas enzimas. Organismos fixadores de nitrogênio podem existir independentemente ou emparelhar-se com uma planta hospedeira:

  1. Organismos simbióticos fixadores de nitrogênio: essas bactérias fazem parceria com uma planta, para fornecer-lhes um ambiente adequado para o funcionamento de sua enzima nitrogenase. As bactérias vivem no tecido da planta, muitas vezes em nódulos de raízes, fixando nitrogênio e compartilhando os resultados. A planta fornece o local para fixar o nitrogênio, bem como nutrientes adicionais para apoiar o processo de fixação de nitrogênio, que exige muita energia. Foi demonstrado que a bactéria e o hospedeiro trocam sinais de reconhecimento químico que facilitam a relação. Uma das bactérias mais conhecidas nesta categoria é Rhizobium, que faz parceria com plantas da leguminosa família (trevo, soja, alfafa, etc).
  2. Organismos fixadores de nitrogênio de vida livre: esses organismos, tanto bactérias quanto arquéias, fixam nitrogênio para uso próprio que acaba sendo compartilhado quando o organismo morre ou é ingerido. Organismos fixadores de nitrogênio de vida livre que crescem anaerobicamente não precisam se preocupar com adaptações especiais para sua enzima nitrogenase. Os organismos aeróbicos devem fazer adaptações. Cianobactéria, uma bactéria multicelular, faz células especializadas conhecidas como heterocistosem que ocorre a fixação de nitrogênio. Como as cianobactérias produzem oxigênio como parte de sua fotossíntese, uma versão anoxigênica ocorre dentro do heterocisto, permitindo que a nitrogenase permaneça ativa. Os heterocistos compartilham o nitrogênio fixo com as células circundantes, enquanto as células circundantes fornecem nutrientes adicionais aos heterocistos.

Assimilação

Assimilação é um processo redutor pelo qual uma forma inorgânica de nitrogênio é reduzida a compostos de nitrogênio orgânico, como aminoácidos e nucleotídeos, permitindo o crescimento e a reprodução celular. Apenas a quantidade necessária para a célula é reduzida. Assimilação de amônia ocorre quando o íon amônia (NH3) / íon amônio (NH4 +) formado durante a fixação de nitrogênio é incorporado ao nitrogênio celular. Redução de nitrato assimilativo é uma redução de nitrato a nitrogênio celular, em um processo de várias etapas em que o nitrato é reduzido a nitrito, depois a amônia e, finalmente, a nitrogênio orgânico.

Nitrificação

Como mencionado acima, a nitrificação é realizada por quimiolitotróficos usando uma forma reduzida ou parcialmente reduzida de nitrogênio como um doador de elétrons para obter energia. O ATP é obtido pelo processo de fosforilação oxidativa, usando uma ETC, PMF e ATP sintase.

Desnitrificação

Desnitrificação refere-se à redução de NO3- a compostos de nitrogênio gasoso, como N2. Micróbios desnitrificantes realizam respiração anaeróbica, usando NO3- como um aceptor final alternativo de elétrons para O2. Este é um tipo de redução dissimilatória de nitrato onde o nitrato está sendo reduzido durante a conservação de energia, não com o propósito de fazer compostos orgânicos. Isso produz grandes quantidades de subprodutos em excesso, resultando na perda de nitrogênio do ambiente local para a atmosfera.

Anammox

Anammox ou umaeróbico ammOnia boiA idação é realizada por bactérias marinhas, descobertas relativamente recentemente, que utilizam compostos de nitrogênio como aceitadores e doadores de elétrons. A amônia é oxidada anaerobicamente como o doador de elétrons, enquanto o nitrito é utilizado como o aceitador de elétrons, com o gás dinitrogênio produzido como subproduto. As reações ocorrem dentro do anammoxossomo, uma estrutura citoplasmática especializada que constitui 50-70% do volume total da célula. Assim como a desnitrificação, a reação anammox remove o nitrogênio fixo de um ambiente local, liberando-o para a atmosfera.

Palavras-chave

quimiolitotrofia, oxidantes de hidrogênio, hidrogenase, oxidantes de enxofre, sulfito oxidase, oxidantes de nitrogênio, nitrificação, oxidantes de ferro, quimiolitoautotrófico, fluxo reverso de elétrons, quimiolitoheterotrófico, mixotrófico, fixação de nitrogênio, diazotrófico, nitrogenase, organismos fixadores de nitrogênio simbióticos, Rhizobium, leguminosas, organismos fixadores de nitrogênio de vida livre, Cianobactérias, heterocisto, assimilação, assimilação de amônia, redução assimilativa de nitrato, desnitrificação, redução dissimilatória de nitrato, anammox, oxidação anaeróbica de amônia, anammoxossomo.

Perguntas de estudo

  1. O que é quimiolitotrofia?
  2. Quais são os doadores e aceitadores de elétrons mais comuns para quimiolitotróficos? Como a quantidade de ATP produzida se compara aos quimioorganotróficos?
  3. Como os quimiolitoautótrofos e os quimiolitoheterotróficos diferem? O que é o fluxo reverso de elétrons e como / por que ele é usado por alguns quimiolitoautótrofos?
  4. Que funções as bactérias / arqueas desempenham no ciclo do nitrogênio? Como os diferentes compostos de nitrogênio são usados ​​em seu metabolismo?
  5. O que é necessário para a fixação de nitrogênio? Como os fixadores de nitrogênio de vida livre e os fixadores de nitrogênio associados às plantas diferem? Como Rhizobium e cianobactérias protegem sua nitrogenase do oxigênio?
  6. Quais são os diferentes mecanismos do metabolismo do nitrogênio? Que conversão está ocorrendo para cada um? Qual é o propósito de cada um e como isso se relaciona com o metabolismo do organismo?

Ciclo do nitrogênio.

Fixação de nitrogênio

Fixação de nitrogênio descreve a conversão do gás dinitrogênio relativamente inerte (N2) em amônia (NH3), uma forma de nitrogênio muito mais utilizável para a maioria das formas de vida. Os heterocistos compartilham o nitrogênio fixo com as células circundantes, enquanto as células circundantes fornecem nutrientes adicionais aos heterocistos.

Assimilação

Assimilação é um processo redutor pelo qual uma forma inorgânica de nitrogênio é reduzida a compostos de nitrogênio orgânico, como aminoácidos e nucleotídeos, permitindo o crescimento e a reprodução celular. Redução de nitrato assimilativo é uma redução de nitrato a nitrogênio celular, em um processo de várias etapas em que o nitrato é reduzido a nitrito, depois a amônia e, finalmente, a nitrogênio orgânico.

Nitrificação

Como mencionado acima, a nitrificação é realizada por quimiolitotróficos usando uma forma reduzida ou parcialmente reduzida de nitrogênio como um doador de elétrons para obter energia. O ATP é obtido pelo processo de fosforilação oxidativa, usando uma ETC, PMF e ATP sintase.

Desnitrificação

Desnitrificação refere-se à redução de NO3- a compostos de nitrogênio gasoso, como N2. Isso produz grandes quantidades de subprodutos em excesso, resultando na perda de nitrogênio do ambiente local para a atmosfera.

Anammox

Anammox ou umaeróbico ammOnia boiA idação é realizada por bactérias marinhas, descobertas relativamente recentemente, que utilizam compostos de nitrogênio como aceitadores e doadores de elétrons. Assim como a desnitrificação, a reação anammox remove o nitrogênio fixo de um ambiente local, liberando-o para a atmosfera.

Palavras-chave

quimiolitotrofia, oxidantes de hidrogênio, hidrogenase, oxidantes de enxofre, sulfito oxidase, oxidantes de nitrogênio, nitrificação, oxidantes de ferro, quimiolitoautotrófico, fluxo reverso de elétrons, quimiolitoheterotrófico, mixotrófico, fixação de nitrogênio, diazotrófico, nitrogenase, organismos fixadores de nitrogênio simbióticos, Rhizobium, leguminosas, organismos fixadores de nitrogênio de vida livre, Cianobactérias, heterocisto, assimilação, assimilação de amônia, redução assimilativa de nitrato, desnitrificação, redução dissimilatória de nitrato, anammox, oxidação anaeróbica de amônia, anammoxossomo.

Perguntas de estudo

  1. O que é quimiolitotrofia?
  2. Quais são os doadores e aceitadores de elétrons mais comuns para quimiolitotróficos? Como a quantidade de ATP produzida se compara aos quimioorganotróficos?
  3. Como os quimiolitoautótrofos e os quimiolitoheterotróficos diferem? O que é o fluxo reverso de elétrons e como / por que ele é usado por alguns quimiolitoautótrofos?
  4. Que funções as bactérias / arqueas desempenham no ciclo do nitrogênio? Como os diferentes compostos de nitrogênio são usados ​​em seu metabolismo?
  5. O que é necessário para a fixação de nitrogênio? Como os fixadores de nitrogênio de vida livre e os fixadores de nitrogênio associados às plantas diferem? Como Rhizobium e cianobactérias protegem sua nitrogenase do oxigênio?
  6. Quais são os diferentes mecanismos do metabolismo do nitrogênio? Que conversão está ocorrendo para cada um? Qual é o propósito de cada um e como isso se relaciona com o metabolismo do organismo?

Coordenação do proteoma bacteriano com metabolismo por sinalização de AMP cíclico

O efeito de repressão catabólica dependente de AMP cíclico (cAMP) em Escherichia coli está entre os processos regulatórios mais intensamente estudados em biologia. No entanto, a (s) função (ões) fisiológica (s) da sinalização de cAMP e seus gatilhos moleculares permanecem indefinidos. Aqui, usamos uma abordagem fisiológica quantitativa para mostrar que a sinalização de cAMP coordena estreitamente a expressão de proteínas catabólicas com proteínas biossintéticas e ribossômicas, de acordo com as necessidades metabólicas celulares durante o crescimento exponencial. A expressão de genes catabólicos de carbono aumentou linearmente com a diminuição das taxas de crescimento após a limitação do influxo de carbono, mas diminuiu linearmente com a diminuição da taxa de crescimento após a limitação do influxo de nitrogênio ou enxofre. Em contraste, a expressão de genes biossintéticos mostrou a dependência da taxa de crescimento linear oposta aos genes catabólicos. Um modelo matemático de granulação grossa fornece uma estrutura quantitativa para compreender e prever as respostas da expressão gênica às limitações catabólicas e anabólicas. Um esquema de controle de feedback integral caracterizando a inibição da sinalização de cAMP por precursores metabólicos é proposto e validado. Esses resultados revelam um papel fisiológico chave da repressão catabólica dependente de cAMP: garantir que os recursos proteômicos sejam gastos em setores metabólicos distintos, conforme necessário em diferentes ambientes de nutrientes. Nossas descobertas ressaltam o poder da fisiologia quantitativa em desvendar as funções subjacentes de complexas redes de sinalização molecular.


Assimilação e reassimilação de amônia

A glutamina sintetase (GS EC 6.3.1.2) foi purificada e caracterizada pela primeira vez a partir de plantas em 1956. Uma característica particular importante é sua alta afinidade pela amônia e, portanto, sua capacidade de incorporar amônia de forma eficiente na combinação orgânica. Originalmente, considerava-se que a glutamina doava sua amida N apenas em um número limitado de compostos. No entanto, a descoberta de NAD (P) H glutamato sintase em bactérias (Tempest et al., 1970) e mais tarde glutamato sintase dependente de ferredoxina em plantas (Lea e Miflin, 1974) estabeleceram uma rota, o ciclo de glutamato sintase, para NH3 2 para entrar em compostos orgânicos por meio de sua assimilação por GS. Evidências baseadas na cinética de rotulagem, uso de inibidores, em organelo estudos e genética estabeleceram que esta era a principal via de assimilação do nitrogênio primário nas plantas (Miflin e Lea, 1980).

Durante o crescimento e desenvolvimento das plantas, o nitrogênio é movido para dentro e para fora das proteínas nos diferentes órgãos e transportado entre os órgãos em um número limitado de compostos de transporte. Parte do nitrogênio orgânico é movido entre os compostos por meio da atividade de transaminases e glutamina-amida transferases, mas uma porção significativa é liberada como NH3 e reassimilado via GS. Por exemplo, a asparagina é um componente significativo das proteínas de armazenamento de sementes em legumes e um importante composto de transporte em cereais. É metabolizado em amônia e aspartato pela ação da asparaginase. Da mesma forma, ureides, como a alantoína, desempenham um papel importante no transporte de N em leguminosas e seu N orgânico é liberado como NH3 por meio da ação da urease. Assim, ao longo da vida de uma planta, o nitrogênio é liberado como NH3 e corrigido várias vezes (para uma descrição detalhada desses processos, ver Lea e Miflin, 1980). Este fluxo através de NH3 e GS é anão em C3 plantas pelo fluxo de NH3 liberado pela glicina descarboxilase durante a fotorrespiração. Isso pode ser uma ordem de magnitude a mais do que a taxa de assimilação primária. Experimentos bioquímicos e genéticos mostraram que este NH3 também é corrigido via GS (Chaves et al., 1978 Somerville e Ogren, 1982 Wallsgrove et al., 1987).

Globalmente GS atua no centro do fluxo de nitrogênio, conforme representado pelo esquema no centro da Fig. 1. Esta posição central do GS levanta uma série de questões cruciais: Como a planta mantém o equilíbrio C / N? Como o GS é distribuído? Como a atividade GS é regulada? A glutamina regula o metabolismo? GS regula o desenvolvimento? Nosso conhecimento de GS é suficiente para ser útil? Podemos melhorar as plantas agronomicamente modificando o GS?

O papel central do GS na complexa matriz do metabolismo do N das plantas. O esquema central abrange o papel total do GS. As caixas ao redor indicam a matriz de vários locais e ambientes nos quais o GS pode estar operando. A direção do fluxo de N (e, portanto, das setas) dependerá de qual parte da matriz está sendo considerada. Assim, na semente em desenvolvimento, o fluxo será dos compostos de transporte de entrada para as proteínas, enquanto na semente em germinação o fluxo será na direção inversa.

O papel central do GS na complexa matriz do metabolismo do N das plantas. O esquema central abrange o papel total do GS. As caixas ao redor indicam a matriz de vários locais e ambientes nos quais o GS pode estar operando. A direção do fluxo de N (e, portanto, das setas) dependerá de qual parte da matriz está sendo considerada. Assim, na semente em desenvolvimento, o fluxo será dos compostos de transporte de entrada para as proteínas, enquanto na semente em germinação o fluxo será na direção inversa.


Interdependência de CO2 e nitrogênio inorgânico no metabolismo do ácido crassuláceo e na eficiência do uso de nitrogênio por Littorella uniflora (L.) Aschers

É testada a hipótese de que o metabolismo do ácido crassuláceo (CAM) em isoetídeos é um mecanismo que não só conserva o carbono inorgânico, mas também desempenha um papel na economia de nitrogênio das plantas. Esta hipótese foi testada em um experimento ao ar livre, onde Littorella uniflora (L.) Aschers. foram cultivadas em dois CO2 e cinco concentrações de nitrogênio inorgânico em um planejamento fatorial cruzado. O crescimento de Littorella respondeu positivamente ao aumento da disponibilidade de nitrogênio em alto, mas não em baixo CO2 indicando que o crescimento foi limitado por nitrogênio em alto CO2 só. Para as plantas com limitação de nitrogênio, a capacidade de CAM (CAMboné) aumentou com o grau de limitação de nitrogênio do crescimento e um acoplamento inverso entre CAM e N-tecido foi encontrado. Embora isso possa indicar um papel do CAM na economia de nitrogênio em Littorella, a hipótese foi rejeitada pelos seguintes motivos: (1) embora CAMboné foi relacionado ao tecido-N nenhuma relação entre o tecido-N e a atividade ambiente CAM (CAMambiente) foi encontrado, enquanto uma relação próxima seria esperada se CAM fosse regulado pela disponibilidade de nitrogênio (2) a eficiência fotossintética do uso de nitrogênio para alto CO2as plantas crescidas diminuíram com o aumento da CAMambiente e com CAMboné e (3) o crescimento por unidade de tecido-N por unidade de tempo diminuiu com o aumento de CAMambiente e CAMboné.


Troca de gases na superfície alveolar

A troca gasosa entre o ar e o sangue ocorre nos alvéolos. A troca gasosa ocorre pelo processo de difusão simples entre o ar alveolar e o sangue desoxigenado nos capilares. Devido à diferença de pressão existente de oxigênio e dióxido de carbono entre os alvéolos e os capilares sanguíneos, o oxigênio se difunde do ar alveolar para o sangue capilar, enquanto o dióxido de carbono se difunde do sangue capilar para o ar alveolar. O sangue oxigenado é levado dos pulmões para o coração pela veia pulmonar.

Volume trocado durante a respiração:

Tabela que mostra o volume de ar trocado durante a respiração
Volume corrente (TV)Volume de ar inspirado e expirado sem qualquer esforço perceptível (respiração normal)500mL
Capacidade vital (VC)Volume de ar que pode ser expirado ao máximo após uma inspiração máxima (VC = IRV + TV + ERV)3400 - 4800 mL
Volume de reserva inspiratório (IRV)Volume de ar que pode ser absorvido pela inspiração forçada além da inspiração normal2.000 - 3.000 mL
Volume de reserva expiratória (ERV)Volume de ar que pode ser expelido por expiração forçada além da expiração normal.1000 mL
Volume residual (RV)Volume de ar que o controle é forçado a sair, mesmo em expiração forçada. Este é o ar que permanece nos pulmões e na passagem de ar.1000 - 1500 mL
Capacidade pulmonar totalSoma de todos os volumes pulmonares (ar máximo que permanece nos pulmões após uma inalação máxima)5500 - 6000 mL

A capacidade vital pode ser bastante reduzida em fumantes e pessoas que sofrem de tuberculose. Atletas e cantores, por outro lado, têm maior capacidade vital.


Resultados

Atividades das enzimas do ciclo ornitina-ureia e glutamina sintetase do fígado

Nenhuma atividade de carbamoil fosfato sintetase I ou III foi detectada (limite de detecção = 0,001 μmol min -1 g -1 de tecido N= 4) no tecido do fígado de A. testudineus imerso em água. Quanto à ornitina transcarbamoilase, argininosuccinato sintetase + liase, argainase e glutamina sintetase, apenas atividades muito baixas (0,10 ± 0,02,0,006 ± 0,001, 3,3 ± 0,9 e 0,054 ± 0,012 μmol min -1 g -1 de tecido, respectivamente N= 4) foram detectados.

Efeitos da emersão nas taxas de excreção de amônia e uréia

Com a troca diária de água, a concentração de amônia na película fina de água (80 ml) atingiu aproximadamente 4-5 mmol l -1 após 24 h durante o período de 4 dias de emersão. Isso indica que a taxa de excreção de amônia em A. testudineus durante a emersão foi alto. Na verdade, as taxas de excreção diária de amônia (N= 12) em A. testudineusnos dias 1, 3 e 4 de emersão não foram significativamente diferentes daqueles do controle imerso em água (Fig. 1A). Surpreendentemente, no dia 2, a taxa de excreção diária de amônia dos peixes expostos às condições terrestres foi significativamente maior do que a do controle. Quando somados em um período de 2 dias, no entanto, a taxa de excreção de 11,5 ± 2,1 μmol 2 dias -1 g -1 não foi significativamente diferente do valor de controle de 13,9 ± 0,7 μmol 2 dias -1 g -1. Da mesma forma, a taxa total de excreção de amônia nos peixes experimental (24,1 ± 4,6 μmol 4 dias -1 g -1) e controle (32,2 ± 1,9 μmol 4 dias -1 g -1) durante um período de 4 dias foram comparáveis. Após a reimersão no dia 5, a taxa de excreção diária de amônia (N= 6) do peixe experimental não foi significativamente diferente do controle imerso (Fig. 1A).

Em contraste, apesar de aumentos significativos, a concentração de ureia na fina película de água permaneceu relativamente baixa durante o período de emersão de 4 dias. A emersão levou a uma diminuição significativa na taxa de excreção diária de ureia no dia 1, mas não teve nenhum efeito significativo na excreção de ureia depois disso (Fig. 1B). Não houve mudança significativa na excreção de ureia em peixes durante a reimersão no dia 5, em comparação com os controles do dia 1 ou 5 (Fig. 1B).

Taxas (μmol dia -1 g -1 peixe) de (A) amônia e (B) excreção de uréia em Anabas testudineus imerso em água (controle C) por 5 dias (N= 12 para os dias 1 a 4 e N= 6 para o dia 5) ou exposto a condições terrestres (T) por 4 dias (N= 12) seguido por 1 dia (N= 6) de reimersão em água. Os valores são médias ± s.e.m. * Significativamente diferente da condição de controle de água doce correspondente. † Significativamente diferente do dia 1 correspondente, condição terrestre.

Taxas (μmol dia -1 g -1 peixe) de (A) amônia e (B) excreção de uréia em Anabas testudineus imerso em água (controle C) por 5 dias (N= 12 para os dias 1 a 4 e N= 6 para o dia 5) ou exposto às condições terrestres (T) por 4 dias (N= 12) seguido por 1 dia (N= 6) de reimersão em água. Os valores são médias ± s.e.m. * Significativamente diferente da condição de controle de água doce correspondente. † Significativamente diferente do dia 1 correspondente, condição terrestre.

Em um conjunto separado de experimentos em que a troca diária de água foi omitida por um período de 2 dias, a concentração de amônia (N= 5) na película fina de água atingiu 6,68 ± 1,11 e 13,2 ± 2,1 mmol l -1 no final do dia 1 e dia 2, respectivamente. As respectivas taxas de excreção diária de amônia foram 9,98 ± 1,92 e 8,64 ± 1,85 μmol dia -1 g -1 de peixe, que não foram significativamente diferentes dos valores correspondentes (7,45 ± 1,32 e 7,54 ± 1,21 μmol dia -1 g -1 de peixe, respectivamente ) do peixe controle (N= 5) imerso em água.

Concentrações de amônia em amostras de água coletadas de superfícies branquiais ou cutâneas de peixes após 15 min ou 24 h de emersão

A concentração de amônia em amostras de água coletadas da superfície branquial do lado voltado para o ar do peixe após 24 h de emersão (N= 5) não foi significativamente diferente daqueles do controle exposto a condições terrestres por 15 min durante a anestesia (N= 5 Fig. 2). No entanto, para o lado do peixe experimental voltado para a água, a concentração de amônia na água branquial aumentou para 21,5 ± 2,4 mmol l -1, que foi significativamente maior do que a do peixe controle (Fig. 2). Em amostras de água coletadas da superfície cutânea voltada para o ar do peixe experimental, a concentração de amônia variou muito e não foi significativamente diferente do valor de controle (Fig. 2). Em contraste, a concentração de amônia (20,8 ± 3,5 mmol l -1) em amostras de água coletadas da superfície cutânea voltada para a água foi significativamente maior do que a do controle. A concentração de amônia no filme fino de água no fundo (80 ml) foi de 5,32 ± 0,87 mmol l -1.

Efeitos da amônia ambiental (12 mmol l -1) nas taxas de excreção de amônia e uréia

A taxa de excreção de amônia de A. testudineus (N= 7) em água doce normal sem NH4Cl foi de 7,12 ± 1,04 μmol dia -1 g -1 de peixe. No início do experimento, a concentração de amônia no ambiente sem peixes era de 12,3 mmol l -1. Com um pH inicial de 7,0, o NH4 + e NH3as concentrações foram calculadas em 12,19 e 0,11 mmol l -1, respectivamente. Em comparação, as concentrações de NH4 + e NH3 no plasma foram 0,188 e 0,012 mmol l -1, respectivamente, levando a concentração plasmática de amônia de 0,2 mmol l -1 (da Tabela 1) e o pH do sangue sendo 7,6 (Y.K.I., resultados não publicados). Então, tanto o NH4 + e NH3 os gradientes eram direcionados para dentro, mas, surpreendentemente, os peixes experimentais podiam excretar amônia contra um gradiente de amônia tão grande. Como resultado, a concentração de amônia no meio externo aumentou para 13,1 ± 0,2 mmol l -1 no final do dia 1. Um cálculo simples revela que a taxa de excreção de amônia diminuiu significativamente para 4,31 ± 0,81 μmol dia -1 g -1 peixe(N= 7) durante este período de 24 horas. No dia 2, a concentração de amônia ambiente aumentou ainda mais para 14,7 ± 0,3 mmol l -1, e a taxa de excreção de amônia (8,32 ± 1,44 μmol dia -1 g -1 de peixe N= 7) voltou a um nível comparável ao valor de controle inicial.

Concentrações (mmol l -1) de amônia em amostras de água coletadas das superfícies branquiais ou cutâneas do lado voltado para o ar ou lado voltado para a água de Anabas testudineus imerso em água e anestesiado por 15 min em terra (controle C) ou exposto às condições terrestres por 24 h seguido de 15 min de anestesia em terra (T). * Significativamente diferente da condição de controle correspondente.

Concentrações (mmol l -1) de amônia em amostras de água coletadas das superfícies branquiais ou cutâneas do lado voltado para o ar ou lado voltado para a água de Anabas testudineus imerso em água e anestesiado por 15 min em terra (controle C) ou exposto às condições terrestres por 24 h seguido de 15 min de anestesia em terra (T). * Significativamente diferente da condição de controle correspondente.

Efeitos da emersão no conteúdo de amônia, ureia e FAAs

Amônia no músculo e fígado de A. testudineus (N= 6) aumentou significativamente durante a emersão e atingiu o pico de 4,06 μmol g -1 no dia 2 (4,5 vezes do valor de controle) e 10,7 μmol g -1 no dia 1 (5,5 vezes do valor de controle), respectivamente (Tabela 1 ) A concentração de amônia no plasma de A. testudineus aumentou significativamente durante os primeiros 2 dias de emersão, mas voltou ao nível de controle depois disso (Tabela 1). Embora a ureia também tenha aumentado significativamente no músculo e no fígado de A. testudineus durante a emersão, os níveis de pico (0,79 μmol g -1 e 0,81 μmol g -1 no dia 2, respectivamente) atingidos foram muito mais baixos do que os da amônia (Tabela 2).

A emersão levou a aumentos significativos de isoleucina, leucina, fenilalanina, tirosina e valina no músculo de A. testudineus(N= 4) (Tabela 3). Em contraste, o conteúdo de aspartato e glutamina do músculo em peixes emersos por 2 ou 4 dias foi significativamente menor do que o valor de controle correspondente. Embora a emersão não tenha tido efeito significativo no músculo TFAA, houve um aumento significativo no músculo TEFAA em peixes expostos a 2 dias de emersão. Dois dias de emersão levaram a um aumento significativo (8,8 vezes) no conteúdo de lisina do fígado de A. testudineus(Tabela 4). No entanto, 4 dias de emersão resultaram em aumentos significativos de arginina e fenilalanina no fígado. Além disso, houve uma diminuição significativa do glutamato no fígado dos peixes após 2 ou 4 dias de emersão. Após 2 dias de emersão, o conteúdo de glutamina no cérebro de A. testudineus aumentou significativamente em 2,5 vezes (Tabela 5). Houve também diminuições significativas de alanina, aspartato e glutamato no cérebro dos peixes durante os primeiros 2 dias de emersão. No entanto, o conteúdo de TFAA e TEFAA no fígado e no cérebro de A. testudineus não foram afetados pela emersão.

Efeitos de 10 min de exercício forçado em terra

O exercício forçado por 10 min em terra levou a aumentos significativos na excreção de amônia (0,103 ± 0,009 μmol 10 min -1 g -1 peixe) e uréia (0,015 ± 0,002 μmol 10 min -1 g -1 peixe) em comparação com o controle em terra, mas sem exercício (0,047 ± 0,014 μmol g -1 de peixe e 0,003 ± 0,001μmol g -1 de peixe, respectivamente). Como resultado, a concentração de amônia na película fina de água do recipiente com os peixes exercitados atingiu 1,79 ± 0,05 mmol l -1, significativamente maior que a do controle (0,86 ± 0,20 mmol l -1). Além disso, houve aumentos significativos de amônia, alanina, lisina e TEFAA no músculo de peixes após exercício forçado em terra, em comparação com os peixes de controle expostos a condições terrestres por 10 min sem perturbação (Tabela 6). No entanto, o exercício forçado em terra não teve nenhum efeito significativo sobre ATP, ADP, AMP, glicose, glicogênio, lactato e succinato no músculo de A. testudineus (Tabela 6).

Taxa de O2 consumo

Para o controle de peixes em água doce (N= 4), o O2as taxas de consumo de água e ar foram de 1,38 ± 0,13 e 3,10 ± 0,54μmol h -1 g -1 de peixe, respectivamente. Juntos, o O total2 a taxa de consumo foi de 4,47 ± 0,48 μmol h -1 g -1 de peixe. Para peixes expostos a condições terrestres (N= 4 para cada grupo) por 1, 24 ou 48 h, o O2 as taxas de consumo no ar foram 5,25 ± 0,61, 4,67 ± 0,22 e 6,43 ± 0,53μmol h -1 g -1 peixe, respectivamente, e o valor obtido daqueles expostos a condições terrestres por 48 h de emersão foi significativamente maior do que o do controle imerso.

Construção de um balanço de excreção de amônia e N-ureia e retenção de N-ureia e amônia em um peixe de 50 g

Um peixe de 50 g continha aproximadamente 30 g de músculo e 1 g de fígado. Com base em nossos resultados, um balanço foi construído para mudanças na excreção de nitrogênio e mudanças no conteúdo de N-amônia e N-uréia em um peixe de 50 g após 2 ou 4 dias de imersão ou emersão (Tabela 7). Embora não tenha havido mudança significativa na taxa geral de excreção de amônia durante 4 dias de emersão, levamos em consideração as pequenas mudanças envolvidas e as apresentamos na Tabela 7. Depois de considerar a quantidade de N de amônia e N de ureia armazenada no músculo e fígado, torna-se aparente que houve um aumento na produção de nitrogênio no A. testudineus após 2 ou 4 dias de emersão.

Balanço das mudanças na excreção de amônia e ureia e mudanças no conteúdo de amônia e ureia no músculo e fígado de um Anabas testudineus 50 g após 2 ou 4 dias de imersão (controle) ou emersão

. Dia 2 . . . 4º dia . .
. Imersão . Emersão. Diferença . Imersão . Emersão. Diferença .
Em um peixe de 50 g
Amônia-N excretada 575 697 +122 1205 1608 +403
Ureia-N excretada 77 53 −24 142 116 −26
Redução da excreção de nitrogênio (A) +98 +377
Em 30 g de músculo
Amônia-N retido 26 122 +96 32 73 +41
Ureia-N retido 7 47 +40 3 6 +3
Em 1 g de fígado
Amônia-N retido 4 9 +5 3 6 +3
Ureia-N retido 0.3 1.6 +1.3 0.6 1.4 +0.8
Aumento no acúmulo de nitrogênio (B) +142 +48
(A) + (B) +240 +425
. Dia 2 . . . 4º dia . .
. Imersão . Emersão. Diferença . Imersão . Emersão. Diferença .
Em um peixe de 50 g
Amônia-N excretada 575 697 +122 1205 1608 +403
Ureia-N excretada 77 53 −24 142 116 −26
Redução da excreção de nitrogênio (A) +98 +377
Em 30 g de músculo
Amônia-N retido 26 122 +96 32 73 +41
Ureia-N retido 7 47 +40 3 6 +3
Em 1 g de fígado
Amônia-N retido 4 9 +5 3 6 +3
Ureia-N retido 0.3 1.6 +1.3 0.6 1.4 +0.8
Aumento no acúmulo de nitrogênio (B) +142 +48
(A) + (B) +240 +425

Conclusão e perspectivas

Na última década, enormes esforços de pesquisa descobriram as principais especificidades metabólicas e o calcanhar de Aquiles das células cancerosas, incluindo as células AML. Esses estudos sugerem fortemente que as leucemias mieloides são doenças metabólicas e devem ser consideradas sob esta luz para tratamentos de medicina personalizada com base metabólica, bem como para monitorar as respostas clínicas ao tratamento. Vários estudos mostraram ainda que as células AML, como outras células normais e cancerosas, são capazes de sofrer adaptações metabólicas e energéticas compensatórias em resposta à inibição das vias metabólicas, indicando que as células AML apresentam capacidades metabólicas complexas e flexibilidade que limitam a eficácia sustentada do medicamento, especialmente quando desafiado por drogas quimioterápicas. No entanto, almejar a flexibilidade metabólica per se não é uma abordagem viável. Por outro lado, estratégias terapêuticas não exclusivas, que impedem essa flexibilidade metabólica ao direcionar suas consequências, como a dependência mitocondrial, bloquear a utilização de nutrientes do microambiente e / ou direcionar os pontos de verificação metabólica, estão surgindo. A maioria das vias metabólicas descritas nesta revisão também ocorre em células normais, embora sejam frequentemente menos ativas, dificultando a determinação da janela terapêutica correta. Assim, se formos capazes de distinguir requisitos particulares de células cancerosas para absorver e utilizar ou eliminar certos metabólitos, direcionar especificamente essas trocas pode fornecer estratégias de tratamento mais eficazes. Finalmente, como já descrito em vários tumores sólidos, um exame in vitro de redes de fluxo metabólico não reflete o que ocorre in situ, in vivo e em pacientes devido principalmente à enorme plasticidade e heterogeneidade de seu metabolismo [219, 220, 202] . A LMA, assim como muitos tumores, é altamente heterogênea geneticamente e seu metabolismo deve ser estudado diretamente em pacientes in situ.


Resíduos de nitrogênio em pássaros e répteis: ácido úrico

Aves e répteis desenvolveram a capacidade de converter amônia tóxica em ácido úrico ou guanina, em vez de ureia.

Objetivos de aprendizado

Compare o principal subproduto do metabolismo da amônia em mamíferos com o de pássaros e répteis

Principais vantagens

Pontos chave

  • Resíduos de nitrogênio no corpo tendem a formar amônia tóxica, que deve ser excretada.
  • Mamíferos como os humanos excretam uréia, enquanto pássaros, répteis e alguns invertebrados terrestres produzem ácido úrico como resíduo.
  • Os organismos uricotélicos tendem a excretar resíduos de ácido úrico na forma de uma pasta ou pó branco.
  • A conversão de amônia em ácido úrico consome mais energia do que a conversão de amônia em uréia.
  • Produzir ácido úrico em vez de ureia é vantajoso porque é menos tóxico e reduz a perda de água e a necessidade subsequente de água.

Termos chave

  • ureia: um composto orgânico solúvel em água, CO (NH2) 2, formado pelo metabolismo de proteínas e excretado na urina
  • guano: excrementos de aves marinhas, morcegos que vivem em cavernas, pinípedes ou pássaros de maneira mais geral
  • purina: qualquer de uma classe de base heterocíclica orgânica contendo anéis de pirimidina e imidazol fundidos, eles são componentes de ácidos nucleicos
  • xantina: um precursor do ácido úrico encontrado em muitos órgãos do corpo
  • hipoxantina: um intermediário na biossíntese de ácido úrico
  • ácido úrico: um composto fenólico heterocíclico bicíclico, formado no corpo pelo metabolismo de proteínas e excretado na urina

Resíduos de nitrogênio em pássaros e répteis: ácido úrico

Das quatro principais macromoléculas nos sistemas biológicos, tanto as proteínas quanto os ácidos nucléicos contêm nitrogênio. Durante o catabolismo, ou decomposição, de macromoléculas contendo nitrogênio, carbono, hidrogênio e oxigênio são extraídos e armazenados na forma de carboidratos e gorduras. O excesso de nitrogênio é excretado do corpo. Os resíduos nitrogenados tendem a formar amônia tóxica, que aumenta o pH dos fluidos corporais. A própria formação de amônia requer energia na forma de ATP e grandes quantidades de água para diluí-la de um sistema biológico.

Enquanto os animais aquáticos podem excretar amônia facilmente em seus arredores aquáticos, os animais terrestres desenvolveram mecanismos especiais para eliminar a amônia tóxica de seus sistemas. Os animais devem desintoxicar a amônia convertendo-a em uma forma relativamente não tóxica, como uréia ou ácido úrico.

Excreção de nitrogênio: Os resíduos nitrogenados são excretados de diferentes formas por diferentes espécies. Estes incluem (a) amônia, (b) ureia e (c) ácido úrico.

Birds, reptiles, and most terrestrial arthropods, such as insects, are called uricothelic organisms because they convert toxic ammonia to uric acid or the closely-related compound guanine (guano), rather than urea. In contrast, mammals (including humans) produce urea from ammonia however, they also form some uric acid during the breakdown of nucleic acids. In this case, uric acid is excreted in urine instead of in feces, as is done in birds and reptiles.

Uric acid is a compound similar to purines found in nucleic acids. It is water insoluble and tends to form a white paste or powder. The production of uric acid involves a complex metabolic pathway that is energetically costly in comparison to processing of other nitrogenous wastes such as urea (from the urea cycle) or ammonia however, it has the advantages of reducing water loss and, hence, reducing the need for water.

Uric acid is also less toxic than ammonia or urea. It contains four nitrogen atoms only a small amount of water is needed for its excretion. Out of solute, it precipitates and forms crystals. The enzyme xanthine oxidase makes uric acid from xanthine and hypoxanthine, which in turn are produced from other purines. Xanthine oxidase is a large enzyme whose active site consists of the metal, molybdenum, bound to sulfur and oxygen. Uric acid is released in hypoxic conditions.


The role of NO

NO is a highly reactive gas with high diffusion rates across membranes. Several molecules can derive from NO and are collectively called reactive nitrogen species (RNS) that comprise the radical NO·, its nitrosonium (NO + ), and ni-troxyl ions (NO – ). When NO is produced in conjunction with ROS, such as during plant–pathogen interactions, NO can react with the superoxide anion O2· – to generate peroxynitrite (ONOO – ). In animals, the generation of NO under infectious conditions is mainly due to an inducible nitric oxide synthase (iNOS), which catalyses the NADPH-dependent oxidation of l -arginine to l -citrulline and NO ( Stuehr et al., 2004). In plants several data suggest the existence of such an enzymatic activity, but we still do not know the enzyme involved in this process ( Besson-Bard et al., 2008 Bellin et al., 2013). Production of NO in plants has been suggested to depend on several routes that can be divided into oxidative and reductive routes. Oxidative routes include the enzymatic activities polyamine and hydroxylamine oxidation ( Tun et al., 2006 Ruemer et al., 2009). Accordingly, a copper amine oxidase was proposed to be involved in NO production in planta in response to ABA ( Wimalasekera et al., 2011). Reductive routes consist of nitrite reduction via mitochondrial electron transfer systems ( Modolo et al., 2005 Planchet et al., 2005 Gupta and Igamberdiev, 2011), a root-specific nitrite:NO-reductase (Ni-NOR), the peroxisomal xanthine oxidoreductase enzyme ( Stohr et al., 2001), and nitrate reductase (NR) ( Rockel et al., 2002 Moche et al., 2010). NO is involved in several physiological processes in plants, including germination, development, stomatal closure, and immunity where it was shown to be involved in the hypersensitive response (HR) and during compatible interactions ( Delledonne et al., 1998, 2001 Durner et al., 1998). The role of NO in plant–pathogen interactions has been reviewed recently ( Bellin et al., 2013). Here, we will only focus on aspects that link N nutrition and metabolism to NO production in plant–pathogen interactions.

In the context of plant–pathogen interactions, it seems that NR is an important source of NO. Modolo et al. (2005) were the first to show that NR activity is the major source of NO during the pathogenic interaction ArabidopsisP. Syringae. Other reports showed that NR participates in NO accumulation in plant–pathogen interactions ( Asai and Yoshioka, 2009 Perchepied et al., 2010) or in response to elicitors ( Yamamoto-Katou et al., 2006). However, decreased HR in Arabidopsis plants treated with P. Syringae pv. maculicola in NR-deficient plants was correlated to a lack of l -arginine and NO2, two important endogenous substrates for NO synthesis ( Modolo et al., 2006). Conversely, it was later shown that the increased susceptibility to P. Syringae do NR-deficient plants was independent of amino acid accumulation and was more likely to be due to a reduced ability of these mutants to synthesize NO ( Oliveira et al., 2009). Interestingly, the activity of NIA2-encoded Arabidopsis NR enzyme was shown to be up-regulated through phosphorylation by the MAP kinase MPK6 ( Wang et al., 2010), involved in biotic stress responses ( Pitzschke et al., 2009) however, the role of this regulation during plant–pathogen interactions remains to be investigated.

Interestingly the nutrition of the plant can have an effect on NO production. Tobacco grown with nitrate was found to produce more NO than tobacco grown on ammonium when plants were inoculated with the pathogenic bacterium P. Syringae pv. tabaci or the incompatible bacterium P. Syringae pv. phaseolicola ( Gupta et al., 2013). The authors showed that NO accumulation was associated with increased resistance to the pathogens. Conversely, in soybean cotyledons, no difference was observed in NO production whether the plants were grown with nitrate or ammonium ( Galatro et al., 2013). Pathogens can contribute to the scavenging of NO. For instance, the flavohaemoglobin HmpX from the pathogenic bacterium D. dadantii was shown to contribute to the reduction of NO during HR ( Boccara et al., 2005). Thus NO is a pivotal element in plant–pathogen interactions, and its production and turnover are strongly linked to N metabolism.


Fixação Biológica de Nitrogênio

Nitrogen is arguably the most important nutrient required by plants. However, the availability of nitrogen is limited in many soils and although the earth's atmosphere consists of 78.1% nitrogen gas (N2) plants are unable to use this form of nitrogen. To compensate , modern agriculture has been highly reliant on industrial nitrogen fertilizers to achieve maximum crop productivity. However, a great deal of fossil fuel is required for the production and delivery of nitrogen fertilizer. Moreover carbon dioxide (CO2) which is released during fossil fuel combustion contributes to the greenhouse effect and run off of nitrate leads to eutrophication of the waterways. Biological nitrogen fixation is an alternative to nitrogen fertilizer. It is carried out by prokaryotes using an enzyme complex called nitrogenase and results in atmospheric N2 being reduced into a form of nitrogen diazotrophic organisms and plants are able to use (ammonia). It is this process and its major players which will be discussed in this book.

Fixação Biológica de Nitrogênio is a comprehensive two volume work bringing together both review and original research articles on key topics in nitrogen fixation. Chapters across both volumes emphasize molecular techniques and advanced biochemical analysis approaches applicable to various aspects of biological nitrogen fixation.

Volume 1 explores the chemistry and biochemistry of nitrogenases, nif gene regulation, the taxonomy, evolution, and genomics of nitrogen fixing organisms, as well as their physiology and metabolism.

Volume 2 covers the symbiotic interaction of nitrogen fixing organisms with their host plants, including nodulation and symbiotic nitrogen fixation, plant and microbial "omics", cyanobacteria, diazotrophs and non-legumes, field studies and inoculum preparation, as well as nitrogen fixation and cereals.

Covering the full breadth of current nitrogen fixation research and expanding it towards future advances in the field, Fixação Biológica de Nitrogênio will be a one-stop reference for microbial ecologists and environmental microbiologists as well as plant and agricultural researchers working on crop sustainability.


Assista o vídeo: Metabolismo do Nitrogânio15-3 13:37 (Agosto 2022).