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A comunicação de bioluminescência ocorre em nível macroscópico?

A comunicação de bioluminescência ocorre em nível macroscópico?


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Algumas bactérias são conhecidas por se comunicarem usando bioluminescência (detecção de quorum). Observamos os mesmos fenômenos em alguma espécie macroscópica?


Quase com certeza. No fundo do mar, algumas espécies de laternfishes (Myctophidae) apresentam dimorfismo sexual em seus órgãos leves. Os machos têm órgãos grandes e leves. As fêmeas são muito menores. Aqui está um breve resumo, baseado em uma entrevista com o Dr. John Sparks no American Museum of Natural History.

Sparks está discutindo sua recente publicação com colegas (Davis et al. 2014) que sugere que a comunicação bioluminescente pode realmente facilitar a especiação em alguns peixes do fundo do mar.

Provavelmente há mais exemplos de comunicação usando bioluminscência em organismos do fundo do mar, mas, que eu saiba, o Davis et al. o papel fornece a melhor evidência até agora.

Davis, M.P. et al. 2014. A bioluminescência específica da espécie facilita a especiação no mar profundo. Marine Biology 161: 1139-1148. (acesso livre)

Em terra, Stoltz et al. O ano de 2003 demonstrou que a seleção positiva agiu sobre a cor bioluminescente dos besouros click da Jamaica. Os besouros machos usam o flashing para atrair as fêmeas para o acasalamento. Alguns machos emitem luz amarela, enquanto os machos em uma área separada têm luz laranja.

Stoltz, U. et al. 2003. Seleção natural darwiniana para a cor laranja bioluminescente em um besouro jamaicano. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 100: 14955-14959.


Algumas espécies de vaga-lumes (Lampyridae, Coleoptera) sincronizam seus padrões de luz durante o processo de acasalamento. ligação


A comunicação de bioluminescência ocorre em nível macroscópico? - Biologia

Departamento de Bioquímica e Biologia Molecular
Universidade da Geórgia, Atenas, GA 30602
[email protected]

Ao mencionar o assunto da bioluminescência, a maioria das pessoas pensa nas pequenas luzes voadoras que aparecem entre os arbustos e árvores nas noites quentes de verão. Vaga-lumes são encontrados em todas as partes do mundo e são tão familiares porque habitam o mesmo ambiente terrestre que nós, mas, na verdade, a bioluminescência é relativamente rara em terra em comparação com as inúmeras formas encontradas no oceano. No entanto, para o vaga-lume, que não é uma mosca, mas sim um besouro, existe um fenómeno notável que se tornou uma atracção turística, principalmente no S.E. Ásia. Na região do rio Sengalor, na Malásia, os espectadores encontrarão a “Árvore de Natal Firefly” (Figura 1). Centenas de vaga-lumes podem pousar em uma árvore e piscar em sincronia, todos piscando e depois escurecendo por um período de vários segundos. É como se seu piscar fosse governado por um único controlador. Um local turístico mais acessível para ver a mesma exibição é o Parque Nacional das Grandes Montanhas Fumegantes, no leste dos EUA. Este fenômeno é um entre muitos exemplos impressionantes de "Luz Viva", ou seja, de organismos que produzem luz. (veja também a Vinheta Histórica sobre Bioluminescência)

Neste módulo, exploraremos brevemente os processos que criam este Bioluminescência, e a função que essa luz desempenha para as criaturas que a produzem, bem como as muitas aplicações da bioluminescência na pesquisa científica e no comércio.

O que é bioluminescência?
A bioluminescência é definida como a emissão de luz de um organismo vivo que funciona para sua sobrevivência ou propagação. É uma luz "fria", resultante de um mecanismo bioquímico específico envolvendo processos químicos, muitas vezes específicos para aquele organismo. Os organismos bioluminescentes ocorrem principalmente no ambiente marinho, e a bioluminescência é um dos principais mecanismos de comunicação no fundo do mar (1). Embora menos comuns terrestres, as observações são naturalmente mais frequentes lá.

A bioluminescência pode ser considerada como uma quimioluminescência que é catalisada por uma enzima. Essa emissão de luz de um organismo precisa ser diferenciada de outras formas de luminescência, muitas também tendo função biológica, fluorescência, iridescência, difração, etc. (2).

A ampla distribuição de bioluminescência
Organismos bioluminescentes são encontrados em toda a biosfera, mas apenas em níveis abaixo dos mamíferos e plantas. A ocorrência aparece distribuída aleatoriamente entre os gêneros, e às vezes é encontrada em algumas espécies dentro de um gênero, mas não em outras, sem razão evidente. Cerca de 17 filos e pelo menos 700 gêneros contêm espécies luminosas. A bioluminescência foi demonstrada em cefalópodes, copépodes, ostracodes, anfípodes, eufausídeos e muitos peixes, anelídeos e geleias, para citar apenas algumas espécies marinhas. Em terra, existem muitos tipos de insetos bioluminescentes, vaga-lumes, pirilampos, besouros click e alguns dípteros, e existem muitos tipos de fungos luminescentes responsáveis ​​pela madeira brilhante. As bactérias bioluminescentes ocorrem tanto terrestre quanto marinha. Em apenas alguns casos os componentes de bioluminescência dos vários sistemas foram caracterizados e a química geral estabelecida. Muitos, senão a maioria dos organismos luminosos no fundo do mar, ainda precisam ser investigados.

Nos últimos séculos, muitos cientistas têm se ocupado com a coleta e classificação de organismos bioluminescentes. Na verdade, ainda antes, Aristóteles (350 aC) foi provavelmente o primeiro a fazer observações sistemáticas de espécies luminescentes e, posteriormente, descrições completas e extensas de organismos luminosos foram publicadas por Plínio, o Velho (23-79 dC) (3). Um exemplo que descreveu foi o molusco luminoso, (Figura 2) uma iguaria romana, cujo mecanismo de bioluminescência ainda não foi completamente resolvido.

A descoberta de organismos bioluminescentes tem sido o objetivo de muitas expedições de navios de pesquisa oceânicos. Submersíveis marinhos também são utilizados para o estudo da bioluminescência no fundo do oceano. Organismos costeiros luminosos são mais acessíveis e geralmente podem ser coletados por métodos baratos.

Distribuição Anatômica
A distribuição tecidual dos componentes do sistema bioluminescente dentro dos organismos é bastante variada. A localização anatômica da bioluminescência fornece pistas sobre a fonte de síntese, armazenamento, transporte de componentes e o papel funcional da luminescência. Um órgão-chave é o "fotóforo" ou órgão produtor de luz, visto de maneira bastante evidente em muitos peixes luminosos e muito vividamente em cefalópodes. Os fotóforos são normalmente constituídos por células fotogênicas complexas (emissoras de luz).

Os componentes da reação bioluminescente também foram detectados no estômago, órgãos secretores e fígado de alguns organismos (acredita-se que estejam lá como resultado da síntese ou armazenamento).

Distribuição geográfica
Organismos bioluminescentes são encontrados em todo o mundo, por exemplo, a chamada "fosforescência" na água do mar é observada em todos os oceanos, particularmente densamente em baías e recifes de coral, onde altas concentrações de nutrientes promovem o florescimento dos organismos responsáveis. Um local em Porto Rico, denominado Baía Bioluminescente, é bem conhecido por suas exibições espetaculares dessa luminescência dinoflagelada. As "Marés Vermelhas" são frequentemente florações de fitoplâncton luminescente.

Uma grande variedade de espécies de vaga-lumes é encontrada nas regiões temperadas e tropicais das Américas, na China e no S.E. Ásia. Vários tipos de pirilampo foram identificados na América do Norte, Europa e Australásia. Curiosamente, algumas espécies de organismos bioluminescentes são luminosos em um local e não em outro, por exemplo, o "Peixe Midshipman", Porichthys notatus. A luminescência de uma população desta espécie foi postulada para se relacionar com a disponibilidade naquela área particular de uma fonte dietética necessária para a reação à luz. Em torno do Japão, a lula vaga-lume (Watasenia) exibe luminescência espetacular e é encontrado em grande número em localidades restritas. Pequenos crustáceos, como os ostracodes, também são encontrados em abundância nas águas costeiras japonesas.

Como funciona a bioluminescência? Todas as reações de bioluminescência envolvem uma oxidação de oxigênio de uma molécula orgânica (chamada de luciferina). A reação é catalisada por uma enzima chamada luciferase e, em muitos casos, a intensidade da bioluminescência reflete a velocidade da reação enzima-substrato, e essa intensidade é usada para analisar a cinética no modelo Michaelis-Menten (Figura 5A) . Em primeiro lugar, foi um quebra-cabeça que a bioluminescência da aequorina e, subsequentemente, de vários outros organismos semelhantes, não envolvesse o oxigênio cineticamente, e essas proteínas fossem rotuladas de "fotoproteínas" (Figura 5B). Foi finalmente estabelecido que o oxigênio já havia se ligado à luciferina, e a fotoproteína, portanto, poderia ser considerada com mais precisão como uma luciferase ligando-se a um intermediário de reação estabilizado, uma peroxiluciferina.

Muitas reações bioluminescentes em vitro requerem cofatores além de oxigênio, por exemplo, ATP e Mg 2+ para o vaga-lume, Ca 2+ para fotoproteínas (1, 2, 4). No próprio animal (na Vivo), existem proteínas adicionais envolvidas para a produção e regulação, algumas chamadas "proteínas acessórias", sendo exemplos o grupo de enzimas redutase de ácido graxo que produz a luciferina bacteriana, um aldeído de cadeia longa, e há proteínas de ligação à luciferina no dinoflagelado e sistemas de bioluminescência Sea Pansy. Além disso, existem "proteínas de antena" que atuam para modular a cor da bioluminescência, a famosa proteína verde fluorescente (GFP) na água-viva e a família da proteína Lumazine em alguns tipos de bactérias (4). Elas são chamadas de "proteínas da antena" por analogia com proteínas de função semelhante na fotossíntese, exceto que atuam no sentido reverso.

Até à data, existem cinco classes químicas distintas conhecidas de luciferinas, nomeadamente, aldeídos, benzotiazóis, imidazolopirazinas, tetrapirróis e flavinas. Um derivado da imidazolopirazina, apropriadamente denominado "coelenterazina", é a luciferina encontrada nos celenterados e em muitos outros sistemas marinhos de bioluminescência (5, 6).

Física: Características da Emissão de Luz
A bioluminescência resulta de uma reação química que libera uma grande quantidade de energia que, em vez de ser dissipada como calor como em uma reação química normal, é canalizada para preencher a molécula do produto em seu estado eletrônico excitado. Este estado excitado é o mesmo produzido naquela molécula pela absorção da radiação, de modo que a distribuição espectral da bioluminescência é frequentemente a mesma da fluorescência do produto. A cor da bioluminescência, entretanto, às vezes é "sintonizada" pelo ambiente proteico do estado de excitação do produto, uma propriedade desenvolvida para se adequar à função de emissão de luz, ou seja, para comunicação, defesa contra predação, etc.

A radiação visível corresponde à luz na faixa de comprimento de onda de 400-700 nm (Figura 6). Os espectros de bioluminescência são bandas largas com larguras a meia altura em torno de 60-100 nm. O máximo de bioluminescência da maioria das espécies marinhas fica na faixa de 450-510 nm (7), enquanto os organismos terrestres têm predominantemente uma cor de bioluminescência amarelo-esverdeada. Na água do oceano, a luminescência azul para verde (400-500 nm) atinge a transmissão máxima, enquanto as espécies terrestres têm sua sensibilidade visual máxima para a luz amarela. Os pigmentos visuais da maioria dos organismos marinhos são correspondentemente mais sensíveis na região azul-esverdeada.

Quais são algumas das funções da bioluminescência?
Como resultado de sua prevalência, a bioluminescência desempenha um papel importante na ecologia do oceano. A função da bioluminescência nos oceanos é mais claramente entendida no contexto do ambiente essencialmente escuro abaixo de cerca de 200 m. As funções da bioluminescência são para:
Defesa
Cardume de peixes
Isca luminosa
Alimentando
Comunicação (no escuro)
Acasalamento
Camuflar

Impacto da biologia molecular e bioluminescência
A clonagem de vários componentes de sistemas bioluminescentes anunciou grandes avanços na pesquisa biológica. A aequorina fotoproteína dependente de cálcio da água-viva Aequorea victoria foi clonado em 1985 (8, 9). Como a intensidade de sua luminescência varia com a concentração de cálcio, a aequorina tem sido usada com vantagem no monitoramento do cálcio celular. Em 1985, a luciferase do pirilampo foi clonada (10). Como um método extremamente sensível para o ensaio de ATP, este sistema de bioluminescência encontrou ampla aplicação, por exemplo, para detectar contaminação microbiana em alimentos, sistemas de água, etc. Os organismos vivos contêm ATP, então seu ensaio detecta a presença de organismos que podem levar à deterioração ou toxicidade. Muitas outras luciferases foram clonadas, incluindo a luciferase bacteriana de Vibrio Harveyi, a luciferase do amor-perfeito do mar Renilla reniformis (11), e a luciferase do besouro do clique sul-americano (12).


Aplicações atuais de bioluminescência
A "Proteína Fluorescente Verde" ou GFP, é provavelmente a proteína mais famosa da Biologia (Prêmio Nobel de Química, 2008). A GFP foi clonada em 1992 (13) e expressa em vários organismos em 1994 (14). Desde aquela época, o número de citações na literatura aumentou para muitos milhares, à medida que as aplicações de GFP aumentaram. Em particular, o GFP está agora bem estabelecido como um excelente gene tag ou tag de proteína. A GFP pode ser fundida a uma proteína de interesse e a fluorescência (e, portanto, a proteína de interesse) pode ser rastreada dentro de uma célula para estudar sua localização e comportamento. GFP tem excelente estabilidade estrutural e com a propriedade de ser capaz de formar a fluorescência no local sem a adição externa de substrato, GFP torna-se uma excelente ferramenta para estudar processos celulares e subcelulares (15).

Testes de diagnóstico rápidos e eficazes baseados em bioluminescência estão em constante evolução no mercado. Por exemplo, "Microtox" para testes de qualidade / toxicidade da água emprega bactérias marinhas bioluminescentes Vibrio fischeri. Quando este organismo é desafiado por uma toxina, a via respiratória é interrompida, resultando em uma diminuição na intensidade da bioluminescência.

Existem algumas aplicações e ideias "divertidas", como a perspectiva de luminosas árvores de Natal e passarelas, além de cerveja e champanhe luminescentes. O uso de bastões de luz para concertos noturnos e a orientação de aeronaves até os portões dos aeroportos são apenas algumas das aplicações diárias desse fenômeno generalizado: luminescência.


Perguntas que Permanecem
Embora a bioluminescência seja um fenômeno espetacular na biologia com uma longa história de investigação, questões abundam que vão desde a vantagem biológica da emissão de luz para o animal, até o mecanismo molecular da população de estado excitado eficiente. Alguns peixes possuem um fotóforo contendo uma cultura de bactérias bioluminescentes e usam isso para atrair presas. O flash do vaga-lume é para comunicação sexual, mas por que a sincronia do vaga-lume "Árvore de Natal" e qual a vantagem da luminosidade para as minhocas? Como a geração eficiente de luz biológica se originou em vários organismos e qual é a história evolutiva? Qual é a fonte metabólica ou dietética das luciferinas, e quais são os mecanismos de controle do flash de luz? No nível molecular, a via físico-química que gera o produto da reação em seu estado excitado é um grande problema atual. Junto com isso, o deslocamento da cor da bioluminescência através do ambiente do local de ligação da luciferase perturbando o nível de energia do estado excitado, ou por acoplamento ao estado excitado das proteínas da antena por algum processo, continuam a ser áreas desafiadoras da pesquisa atual (16).


Referências
1. Haddock, S.H.D., Moline, M.A., e Case, J.F. (2010), Bioluminescence in the Sea. Annu. Rev. Mar. Sci. 2: 443–493.

2. Campbell, A. K. (1988). Quimiluminescência: princípios e aplicações em biologia e medicina. (VCH / Horwood, Chichester).

3. Harvey, E.N. (1957). História da Luminescência. (American Philosophical Society, Filadélfia).

4. Shimomura, O. (2006). Bioluminescência: Princípios e Métodos Químicos. (World Scientific, Cingapura).

5. Campbell, A. K. e Herring, P. J. (1990). Bioluminescência da imidazolopirazina em copépodes e outros organismos marinhos. Mar. Biol. 104: 219-225.

6. Thomson, C.M., Herring P.J. e Campbell, A. K. (1997). A ocorrência generalizada e distribuição nos tecidos das luciferinas de imidazolopirazina. J. Biolumin. Chemilumin. 12 (2): 87-91.

7. Herring, P. J. (1983). As características espectrais dos organismos marinhos luminosos. Proc. Roy. Soc. Lond. B. 220: 183-217.

8. Inouye, S., Noguchi, M., Sakaki, Y., Takagi, Y., Miyata, T., Iwanaga, S., Miyata, T., e Tsuji, F.I. (1985). Clonagem e análise de sequência de cDNA para a proteína luminescente aequorina. Proc. Natl. Acad. Sci. EUA. 82: 3154-3158.

9. Prasher, D., McCann, R.O. e Cormier, M.J. (1985). Clonagem e expressão do cDNA que codifica para aequorina, uma proteína bioluminescente de ligação ao cálcio. Biochem. Biophys. Res. Comum. 126: 1259-1268.

10. De Wet, J.R., Wood, K. V., Helsinki, D.R. e DeLuca, M. (1985). A clonagem do cDNA da luciferase do pirilampo e a expressão da luciferase ativa em Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. EUA. 82: 7870-7873.


Conteúdo

O termo "autoindução" foi cunhado pela primeira vez em 1970, quando foi observado que a bactéria marinha bioluminescente Vibrio fischeri produziu uma enzima luminescente (luciferase) apenas quando as culturas atingiram um limiar de densidade populacional. [4] Em baixas concentrações de células, V. fischeri não expressou o gene da luciferase. No entanto, uma vez que as culturas atingiram a fase de crescimento exponencial, o gene da luciferase foi rapidamente ativado. Esse fenômeno foi denominado “autoindução” porque envolvia uma molécula (autoindutor) que se acumulava em um meio de crescimento e induzia a síntese de componentes do sistema de luminescência. [5] Pesquisas subsequentes revelaram que o autoindutor real usado por V. fischeri é uma molécula de sinalização de homosserina lactona acilada (AHL).

Nos sistemas de detecção de quorum mais simplificados, as bactérias precisam apenas de dois componentes para fazer uso de autoindutores. Eles precisam de uma forma de produzir um sinal e de responder a esse sinal. Esses processos celulares costumam ser fortemente coordenados e envolvem mudanças na expressão gênica. A produção de autoindutores geralmente aumenta com o aumento da densidade das células bacterianas. A maioria dos sinais é produzida intracelularmente e, subsequentemente, secretada no ambiente extracelular. A detecção de autoindutores frequentemente envolve a difusão de volta para as células e a ligação a receptores específicos. Normalmente, a ligação de autoindutores aos receptores não ocorre até que uma concentração limite de autoindutores seja atingida. Uma vez que isso tenha ocorrido, os receptores ligados alteram a expressão do gene direta ou indiretamente. Alguns receptores são os próprios fatores de transcrição, enquanto outros retransmitem sinais para fatores de transcrição downstream.Em muitos casos, os autoindutores participam de loops de feedback direto, por meio dos quais uma pequena concentração inicial de um autoindutor amplifica a produção do mesmo sinal químico para níveis muito mais altos.

Lactonas de homosserina aciladas Editar

Produzidas principalmente por bactérias Gram-negativas, as homosserina lactonas aciladas (AHLs) são uma classe de pequenas moléculas lipídicas neutras compostas por um anel de homosserina lactona com uma cadeia acila. [6] Os AHLs produzidos por diferentes espécies de bactérias Gram-negativas variam no comprimento e na composição da cadeia lateral de acila, que geralmente contém de 4 a 18 átomos de carbono. [7] AHLs são sintetizados por AHL sintases. Eles se difundem para dentro e para fora das células pelos mecanismos de transporte passivo e ativo. [8] Receptores para AHLs incluem uma série de reguladores transcricionais chamados "proteínas R", que funcionam como fatores de transcrição de ligação ao DNA ou quinases sensoras. [9] [10]

Edição de Peptídeos

Bactérias gram-positivas que participam do quorum sensing normalmente usam oligopeptídeos secretados como autoindutores. Os autoindutores peptídicos geralmente resultam da modificação pós-tradução de uma molécula precursora maior. [11] Em muitas bactérias Gram-positivas, a secreção de peptídeos requer mecanismos de exportação especializados. Por exemplo, alguns autoindutores de peptídeos são secretados por transportadores de cassete de ligação de ATP que acoplam o processamento proteolítico e a exportação celular. [12] Após a secreção, autoindutores de peptídeos se acumulam em ambientes extracelulares. Uma vez que um nível de limiar de sinal é alcançado, uma proteína quinase de sensor de histidina de um sistema regulador de dois componentes o detecta e um sinal é retransmitido para a célula. [3] Tal como acontece com AHLs, o sinal acaba alterando a expressão do gene. Ao contrário de alguns AHLs, no entanto, a maioria dos oligopeptídeos não atua como fatores de transcrição.

Furanosil borato diéster Editar

A bactéria marinha bioluminescente de vida livre, Vibrio Harveyi, usa outra molécula de sinalização além de uma homosserina lactona acilada. Esta molécula, denominada Autoindutor-2 (ou AI-2), é um diéster de furanosil borato. [13] Acredita-se que o AI-2, que também é produzido e usado por várias bactérias Gram-negativas e Gram-positivas, seja um elo evolutivo entre os dois principais tipos de circuitos de detecção de quorum. [3]

Como mencionado, as bactérias Gram-negativas usam principalmente homosserina lactonas aciladas (AHLs) como moléculas autoindutoras. O circuito de detecção de quorum mínimo em bactérias Gram-negativas consiste em uma proteína que sintetiza um AHL e uma segunda proteína diferente que o detecta e causa uma mudança na expressão do gene. [3] Identificado pela primeira vez em V. fischeri, essas duas proteínas são LuxI e LuxR, respectivamente. [14] [15] Outras bactérias Gram-negativas usam proteínas semelhantes a LuxI e semelhantes a LuxR (homólogos), sugerindo um alto grau de conservação evolutiva. No entanto, entre os Gram-negativos, o circuito do tipo LuxI / LuxI foi modificado em diferentes espécies. Descritas com mais detalhes abaixo, essas modificações refletem as adaptações bacterianas para crescer e responder a ambientes de nicho específicos. [3]

Vibrio fischeri: bioluminescência Editar

Ecologicamente, V. fischeri é conhecido por ter associações simbióticas com uma série de hospedeiros eucarióticos, incluindo o Hawaiian Bobtail Squid (Escolopos Euprymna) [16] Nessa relação, o hospedeiro lula mantém a bactéria em órgãos leves especializados. O hospedeiro fornece um ambiente seguro e rico em nutrientes para as bactérias e, por sua vez, as bactérias fornecem luz. Embora a bioluminescência possa ser usada para acasalamento e outros fins, em E. scolopes é usado para contra-iluminação para evitar predação. [17]

A molécula autoindutora usada por V. fischeri é N- (3-oxohexanoil) -homoserina lactona. [18] Esta molécula é produzida no citoplasma pela enzima LuxI sintase e é secretada através da membrana celular para o ambiente extracelular. [15] Como acontece com a maioria dos autoindutores, a concentração ambiental de N- (3-oxohexanoil) -homoserina lactona é a mesma que a concentração intracelular dentro de cada célula. [19] N- (3-oxohexanoil) -homoserina lactona eventualmente se difunde de volta para as células, onde é reconhecida por LuxR uma vez que uma concentração limite (

10 μg / ml) foi atingido. [18] LuxR liga o autoindutor e ativa diretamente a transcrição do luxICDABE operon. [20] Isso resulta em um aumento exponencial na produção de autoindutor e na bioluminescência. LuxR ligado por autoindutor também inibe a expressão de luxR, que se acredita fornecer um mecanismo compensatório de feedback negativo para controlar rigidamente os níveis dos genes de bioluminescência. [15]

Pseudomonas aeruginosa: virulência e produção de antibióticos Editar

P. aeruginosa é um patógeno humano oportunista associado à fibrose cística. No P. aeruginosa infecções, quorum sensing é crítico para a formação de biofilme e patogenicidade. [21] P. aeruginosa contém dois pares de homólogos LuxI / LuxR, LasI / LasR e RhlI, RhlR. [22] [23] LasI e RhlI são enzimas sintase que catalisam a síntese de N- (3-oxododecanoil) -homoserina lactona e N- (butiril) -homoserina lactona, respectivamente. [24] [25] Os circuitos LasI / LasR e RhlI / RhlR funcionam em conjunto para regular a expressão de vários genes de virulência. Em uma concentração limite, o LasR liga a N- (3-oxododecanoil) -homoserina lactona. Juntos, esse complexo ligado promove a expressão de fatores de virulência que são responsáveis ​​pelos estágios iniciais do processo de infecção. [22]

LasR ligado por seu autoindutor também ativa a expressão do sistema RhlI / RhlR em P. aeruginosa. [26] Isso causa a expressão de RhlR, que então se liga ao seu autoindutor, N- (butril) -homoserina lactona. Por sua vez, o RhlR ligado ao autoindutor ativa uma segunda classe de genes envolvidos em estágios posteriores da infecção, incluindo genes necessários para a produção de antibióticos. [23] Presumivelmente, a produção de antibióticos por P. aeruginosa é usado para prevenir infecções oportunistas por outras espécies bacterianas. A N- (3-oxododecanoil) -homoserina lactona impede a ligação entre a N- (butril) -homoserina lactona e seu regulador cognato, RhlR. [27] Acredita-se que este mecanismo de controle permite P. aeruginosa para iniciar as cascatas de detecção de quorum sequencialmente e na ordem apropriada para que um ciclo de infecção adequado possa ocorrer. [3]

Outros autoindutores gram-negativos Editar

  • P. aeruginosa também usa 2-heptil-3-hidroxi-4-quinolona (PQS) para detecção de quorum. [28] Esta molécula é notável porque não pertence à classe de autoindutores da homosserina lactona. Acredita-se que o PQS forneça uma ligação regulatória adicional entre os circuitos Las e Rhl envolvidos na virulência e infecção.
  • Agrobacterium tumefaciens é um patógeno de planta que induz tumores em hospedeiros suscetíveis. Infecção por A. tumefaciens envolve a transferência de um plasmídeo oncogênico da bactéria para o núcleo da célula hospedeira, enquanto o quorum sensing controla a transferência conjugal de plasmídeos entre bactérias. [29] A conjugação, por outro lado, requer o autoindutor HSL, N- (3-oxooctanoil) -homoserina lactona. [30]
  • Erwinia carotovora é outro patógeno de planta que causa a podridão mole. Essas bactérias secretam celulases e pectinases, que são enzimas que degradam as paredes celulares das plantas. [31] ExpI / ExpR são homólogos LuxI / LuxR em E. carotovora acredita-se que controlam a secreção dessas enzimas apenas quando uma densidade celular local alta o suficiente é alcançada. O autoindutor envolvido na detecção de quorum em E. carotovora é N- (3-oxohexanoil) -L-homoserina lactona. [32]

Enquanto as bactérias Gram-negativas usam principalmente homosserina lactonas aciladas, as bactérias Gram-positivas geralmente usam oligopeptídeos como autoindutores para detecção de quorum. Essas moléculas são frequentemente sintetizadas como polipeptídeos maiores que são clivados pós-tradução para produzir peptídeos "processados". Ao contrário dos AHLs que podem se difundir livremente pelas membranas celulares, os autoindutores de peptídeos geralmente requerem mecanismos de transporte especializados (geralmente transportadores ABC). Além disso, eles não se difundem livremente de volta para as células, de modo que as bactérias que os utilizam devem ter mecanismos para detectá-los em seus ambientes extracelulares. A maioria das bactérias Gram-positivas usa um mecanismo de sinalização de dois componentes no sensor de quorum. Os autoindutores de peptídeos secretados se acumulam em função da densidade celular. Uma vez que um nível de quorum de autoindutor é alcançado, sua interação com uma cinase sensora na membrana celular inicia uma série de eventos de fosforilação que culminam na fosforilação de uma proteína reguladora intracelularmente. [3] Esta proteína reguladora posteriormente funciona como um fator de transcrição e altera a expressão do gene. Semelhante às bactérias Gram-negativas, o sistema de autoindução e detecção de quorum em bactérias Gram-positivas é conservado, mas, novamente, as espécies individuais adaptaram aspectos específicos para sobreviver e se comunicar em ambientes de nicho exclusivos.

Streptococcus pneumoniae: competência Editar

S. pneumoniae é uma bactéria patogênica humana cujo processo de transformação genética foi descrito pela primeira vez na década de 1930. [33] Para que uma bactéria absorva DNA exógeno de seu ambiente, ela deve se tornar competente. No S. pneumoniae, uma série de eventos complexos devem ocorrer para atingir um estado competente, mas acredita-se que a detecção de quorum desempenha um papel. [34] O peptídeo estimulador de competência (CSP) é um peptídeo autoindutor de 17 aminoácidos necessário para a competência e subsequente transformação genética. [35] CSP é produzido por clivagem proteolítica de um peptídeo precursor de 41 aminoácidos (ComC) é secretado por um transportador ABC (ComAB) e é detectado por uma proteína quinase sensora (ComD), uma vez que atingiu uma concentração limite. [36] [37] [38] A detecção é seguida por autofosforilação de ComD, que por sua vez, fosforila ComE. ComE é um regulador de resposta responsável por ativar a transcrição de comX, cujo produto é necessário para ativar a transcrição de vários outros genes envolvidos no desenvolvimento da competência. [39]

Bacillus subtilis: Competência e edição de esporulação

B. subtilis é um micróbio que vive no solo e usa quorum sensing para regular dois processos biológicos diferentes: competência e esporulação. Durante a fase estacionária de crescimento, quando B. subtilis está em alta densidade celular, aproximadamente 10% das células em uma população são induzidas a se tornarem competentes. Acredita-se que essa subpopulação se torne competente para absorver DNA que poderia ser usado para o reparo de cromossomos danificados (mutantes). [40] ComX (também conhecido como fator de competência) é um peptídeo de 10 aminoácidos que é processado a partir de um precursor de peptídeo de 55 aminoácidos. [41] Como a maioria dos autoindutores, o ComX é secretado e se acumula em função da densidade celular. Uma vez que um nível extracelular limite é alcançado, ComX é detectado por um par de sensor quinase / regulador de resposta ComP / ComA de dois componentes. [42] A fosforilação de ComA ativa a expressão de comS gene, ComS inibe a degradação de ComK e, finalmente, ComK ativa a expressão de uma série de genes necessários para a competência. [43]

A esporulação, por outro lado, é uma resposta fisiológica de B. subtilis ao esgotamento de nutrientes em um ambiente particular. Também é regulado por sinalização extracelular. Quando B. subtilis as populações sentem as condições de declínio, respondem submetendo-se à divisão celular assimétrica. [44] Em última análise, isso produz esporos que são adaptados para dispersão e sobrevivência em condições desfavoráveis. Esporulação em B. subtilis é mediado por CSF (fator de esporulação), um pentapeptídeo clivado do peptídeo precursor PhrC. [45] O LCR é secretado no ambiente extracelular e levado de volta às células por meio do transportador ABC Opp, onde atua intracelularmente. [46] Enquanto baixas concentrações internas de LCR contribuem para a competência, altas concentrações induzem a esporulação. O CSF inibe uma fosfatase, RabB, que aumenta a atividade de Spo0A, favorecendo uma mudança no comprometimento da competência para a via de esporulação [40]


A comunicação de bioluminescência ocorre em nível macroscópico? - Biologia

Leo Yen-Cheng Lin 1 e Edward A. Meighen 2

1 Progen Biotech Inc.
126-11782 River Road
Richmond, BC V6X1Z7 Canadá
[email protected]

2 Departamento de Bioquímica, Universidade McGill
3655 Promenade Sir William Osler, Montreal, QC, H3G1Y6, Canadá
[email protected]

Bactérias Luminosas - Habitação e Taxonomia

As bactérias luminosas são os organismos emissores de luz mais amplamente distribuídos, a maioria existindo na água do mar e o restante vivendo no ambiente terrestre ou de água doce. Enquanto a maioria das espécies de bactérias luminescentes são capazes de viver livres, a maioria é encontrada na natureza associada em simbiose com organismos hospedeiros (Figuras 1 a 4) (isto é, peixes, lulas, caranguejos, nematóides, etc.).



Na simbiose, as bactérias são nutridas com fontes de alimento prontamente disponíveis para o crescimento e, ao mesmo tempo, o hospedeiro utiliza a iluminação adotada para se comunicar, atrair presas e se mascarar dos predadores.

No entanto, existem certas espécies de bactérias luminescentes, que são simbiontes obrigatórios, necessitando de suplementos nutricionais exclusivos, que estão disponíveis exclusivamente no hospedeiro. Embora a presença desses simbiontes obrigatórios tenha sido detectada, eles não são separáveis ​​de seu hospedeiro e, portanto, não podem ser cultivados em laboratório para estudos posteriores.

Existem três gêneros principais, nos quais a maioria das bactérias luminosas são classificadas Photobacterium, Vibrio, e Photorhabdus. As espécies existentes no ambiente marinho são principalmente categorizadas no Fotobactéria e Vibrio gêneros, e as espécies terrestres são classificadas na Photorhabdus (anteriormente designado como Xenorhabdus) gênero. Espécies dentro do Fotobactéria gêneros são geralmente simbiontes de órgãos leves de animais marinhos, enquanto o Vibrio as espécies existem como formas de vida livre e também como simbiontes no mar.

Muitas bactérias luminosas são parasitas, com Fotobactéria e Vibrio famílias infectando crustáceos marinhos, e Photorhabdus luminescens infectando insetos terrestres, como lagartas, com nematóides como hospedeiros intermediários para a bactéria (Figura 4). Além disso, bactérias luminosas de vida livre que estão dispersas na água do mar podem frequentemente ser encontradas no trato intestinal e na superfície da pele de quase todos os animais marinhos como parasitas não específicos.

Para bactérias luminosas que residem no trato intestinal de animais marinhos, a quitinase extracelular produzida na parede celular de todas as bactérias luminosas facilita a decomposição da quitina ingerida (Figura 5) (por exemplo, a partir dos exoesqueletos de crustáceos).

Cada espécie de bactéria luminosa difere em uma série de propriedades, incluindo as condições específicas de crescimento (requisitos nutricionais e temperatura de crescimento) e a cinética de reação da luciferase envolvida na geração de luz. No entanto, todas as bactérias luminosas são microrganismos gram-negativos em forma de bastonete com flagelos facilitando o movimento. As bactérias luminosas também são anaeróbios facultativos, capazes de crescer quando o suprimento de oxigênio molecular é limitado. Apesar da diversidade fisiológica entre as diferentes espécies de bactérias luminosas, todos os microrganismos luminescentes utilizam máquinas bioquímicas altamente homólogas para produzir luz. O início e a saída de energia desse maquinário molecular produtor de luz são rigidamente regulados por uma via de sinalização central. O texto, bem como as figuras abaixo, irão descrever os componentes bioquímicos essenciais da bioluminescência bacteriana e as interações / reações moleculares sequenciais ao longo da via de reação. As seções finais irão percorrer brevemente as vias de sinalização, pelas quais a indução e a repressão da função de iluminação em bactérias luminescentes são cuidadosamente controladas por fatores celulares e comunicação intercelular.


Bioquímica da Reação de Bioluminescência Bacteriana - Luciferase Bacteriana e a Cor da Luz

A luciferase bacteriana é a enzima que catalisa a emissão de luz no centro da bioluminescência bacteriana. No entanto, a maquinaria catalítica envolvida na produção contínua de luz em bactérias luminosas inclui não apenas a luciferase bacteriana, mas também as enzimas que fornecem e regeneram os substratos da luciferase bacteriana.

As sequências de DNA que codificam as proteínas no sistema luminescente são chamadas de genes lux. A luciferase bacteriana é um heterodímero, composto por dois polipeptídeos diferentes, designados alfa e beta (de massa molecular de 40 kDa e 37 kDa, respectivamente, e codificado pelo LuxoA e LuxoGenes B, respectivamente. O site ativo está localizado dentro da subunidade
(Figura 6).


Figura 6. Estrutura da luciferase bacteriana.

Na ausência da subunidade beta, a subunidade alfa sozinha funciona de forma ineficiente com um baixo rendimento de luz. Como a estrutura cristalina da luciferase de V. harveyi revela interações extensas e padrões de ligação complexos entre várias cadeias laterais e amidas de backbone das subunidades alfa e beta (Figura 7), a função da subunidade beta foi assumida para atuar como um suporte auxiliar de suporte na mudança conformacional da subunidade durante a catálise.

490 nm) (Figura 8). Luciferases funcionam bem com aldeídos de cadeia longa de oito carbonos ou mais, com tetradecanal presumido ser o aldeído natural usado na Vivo nas bactérias luminescentes.

A cor característica indica o nível de energia do fóton que foi produzido quando o elétron excitado no cromóforo da flavina retorna ao estado fundamental. Pesquisadores da área descobriram que análogos de flavina com átomos substituídos na porção cromóforo resultaram em diferentes cores de emissão de luciferase.

Além disso, também foi demonstrado que as mutações pontuais no local de ligação do cromóforo da flavina distorcem o espectro de emissão de cor da bioluminescência bacteriana, indicando que a cor de emissão distinta depende não apenas do cromóforo que emite o fóton, mas também da natureza eletrônica do microambiente de ligação de cromóforo em luciferase. Além da luciferase bacteriana, algumas bactérias luminosas carregam proteínas fluorescentes para modular a cor de emissão, diferenciando-se de outras cepas. Interação da proteína fluorescente azul (também conhecida como proteína lumazine) em Photobacterium phosphoreum e Photobacterium leiognathi com as respectivas luciferases produz emissão de fótons em energia mais alta (MAX

478 nm) correspondendo a uma cor azul. Da mesma forma, a presença da proteína de fluorescência amarela na cepa Y-1 de V. fischeri resulta em emissão de luz amarela (MAX

545 nm). A participação das proteínas fluorescentes na reação catalisada pela lucifrease também altera a cinética da reação da luciferase bacteriana.A base estrutural / molecular para a mudança / mudança nas cores de emissão favorece a capacidade da proteína de fluorescência de interagir (por exemplo, estabilizar ou desestabilizar) com o intermediário de reação de luciferase de alta energia (por exemplo, cromóforo excitado), resultando em cores diferentes de emissão de luz. No entanto, a entrada de energia é claramente fornecida pela oxidação de FMNH 2, aldeído e luciferase bacteriana. Para que a emissão de luz ocorra por um período prolongado de tempo, os substratos devem ser fornecidos continuamente à luciferase bacteriana. Como o período de tempo e o nível de geração de produto em reações enzimáticas são limitados pela disponibilidade dos substratos, a emissão de luz constante em bactérias luminosas deve, portanto, ser mantida por várias enzimas diferentes gerando continuamente os substratos para a reação de bioluminescência. Essas enzimas que reabastecem o substrato de aldeído são codificadas no Luxo operon em particular, a redutase de ácido graxo, um complexo multienzimático, cujos genes lux (luxC, luxD, e luxo) flanquear imediatamente o LuxoA e LuxoGenes B da luciferase (Figura 9).

Outros genes incluindo LuxoF, LuxoG, e LuxoH, cujas funções não são claramente definidas nem aparentemente necessárias para a bioluminescência também são encontradas em alguns Luxo operons.


Figura 9. O arranjo do LuxoCDABE abre quadros de leitura.

Síntese e reciclagem de aldeído graxo em bactérias luminosas - redutase de ácido graxo

Embora um modelo estrutural da redutase de ácido graxo em resolução atômica para visualizar como o ácido graxo é trocado entre as subunidades deste complexo multienzimático e modificado em direção ao aldeído graxo no espaço tridimensional não esteja disponível, a separação e o isolamento da redutase de ácido graxo em subunidades individuais tem permitido a identificação da função de cada componente do complexo protéico. A redutase de ácidos graxos é uma grande proteína com aproximadamente 500 kilodaltons de massa molecular. Este grande complexo é composto por 12 polipeptídeos (quatro cópias de polipeptídeos expressos por cada um dos luxC, luxD, e LuxoGenes E) (Figura 11). Embora as letras designadas para este conjunto de Luxo genes vão de C para E, a progressão da síntese de aldeído não segue a mesma direção (Figura 9). LuxoD codifica a transferase, que transfere a porção acil de acil-ACP graxo, acil-CoA e outros doadores de acil ativados derivados da via biossintética de ácido graxo universal, para o grupo hidroxil de uma serina na transferase, seguido pela conversão de o éster em um ácido graxo por meio de hidrólise (Figura 10). A transferase tem uma alta especificidade para derivados de acila com comprimentos de cadeia de quatorze carbonos, consistente com o tetradecanal sendo o aldeído usado na reação bioluminescente na Vivo.

O ácido graxo produzido pela transferase é então canalizado para a sintetase (LuxE), que ativa a função carboxilato com ATP para formar um anidrido misto de acil-AMP (Figura 10). O grupo acila no intermediário anidrido, acil-AMP, então reage com o tiol reativo de cisteína na sintetase, formando uma ligação covalente entre o grupo acila e a sintetase e liberação de AMP (Figura 10).

Por meio de uma reação de transesterificação recíproca entre um grupo tiol na sintetase e um grupo tiol na redutase (LuxC), o grupo acil graxo troca o parceiro de ligação covalente da sintetase para a redutase (Figura 10). A redutase então quebra a ligação tiol-éster por redução com o hidreto de NADPH para liberar aldeído graxo e retornar ao seu estado original de enzima livre (Figura 10). As subunidades da redutase do ácido graxo são organizadas de forma radial com um núcleo central de quatro subunidades da redutase, que são fracamente complexadas com cada subunidade da sintetase individual. As transferases (LuxD) ramificam-se da sintetase na periferia mais externa do complexo da redutase do ácido graxo e se dissociam muito facilmente (Figura 11).

A vantagem de tal formação de complexo é a canalização eficiente do intermediário da reação de dentro de uma subunidade para a outra sem a exposição dos hidrocarbonetos hidrofóbicos dos intermediários da reação para o ambiente citosólico aquoso das bactérias luminosas (Figura 11). Além disso, o arranjo de transferase, sintetase e redutase de uma forma radial canaliza o material de reação através de diferentes microambientes que estabilizam o intermediário acil em vários estágios da reação conforme o material é processado da periferia aquosa, onde o grupo acil é recebido, em direção ao centro do complexo onde a redutase reduz o grupo acil graxo a aldeído (Figura 10). Como todas as proteínas do complexo da redutase do ácido graxo têm alta especificidade para grupos tetradecanoil, o produto final é o tetradecanal.

Recarregando o FMNH 2 - FMN Redutase

O mononucleotídeo flavina (FMN) é um transportador de elétrons presente nas cadeias de transporte de elétrons de células eucarióticas e procarióticas. O FMN é capaz de doar e receber um elétron por meio da formação de radical, ou dois elétrons com transferência de hidreto (Figura 12).

O FMN é derivado da riboflavina (também conhecida como vitamina B2), e tanto a riboflavina quanto o FMN são nutrientes comuns essenciais para a sobrevivência de células eucarióticas e procarióticas (Figura 13).

O fato de que a conversão de uma bactéria não luminosa, como Escherichia coli, para um emissor de luz requer apenas a inserção do LuxoOs genes CDABE, que codificam a luciferase bacteriana e o complexo da redutase de ácido graxo, na célula, indicam que FMNH 2 é prontamente fornecido a partir da cadeia de transporte de elétrons em todas as bactérias. Embora a biossíntese de riboflavina e FMN em bactérias luminosas seja realizada em várias etapas por enzimas que não são codificadas pelo Luxo sistema genético, essas enzimas estão geralmente presentes nas bactérias, uma vez que a síntese de riboflavina e FMN é necessária para o crescimento bacteriano. A redução de FMN a FMNH 2 é realizada pela adição do hidreto de NAD (P) H em uma reação catalisada por uma FMN / NAD (P) H oxidoredutase (também conhecida como FMN redutase) em bactérias luminosas (Figura 14).

As estruturas cristalinas da redutase FMN dimérica de ambos V. harveyi e V. fischeri revelam que a FMN redutase é um homodímero contendo dois FMNs ligados na interface simétrica entre subunidades (Figura 15).

Recentemente, pesquisadores da área realizaram extensas investigações cinéticas na tentativa de elucidar como o FMNH 2 é canalizado da FMN redutase para a luciferase bacteriana. Com base nas fortes afinidades de ligação da FMN redutase para FMN e FMNH 2, e as geometrias de ligação de FMN fortemente ancoradas na estrutura cristalina da FMN redutase, os investigadores especularam que a transferência de FMNH 2 da FMN redutase para a luciferase bacteriana ocorre por formação transitória de um complexo luciferase-FMN redutase em bactérias luminosas, em vez de através da difusão livre de FMNH 2 despachado para o citosol (Figura 16 e 17). Isso resultaria em uma reciclagem e redução muito eficiente de FMN para FMNH 2 para uso pela luciferase bacteriana (Figura 17).


O Oxidante Universal em Bioluminescência - Oxigênio Molecular

Um componente crítico na bioquímica da bioluminescência bacteriana é o oxigênio molecular, que é fornecido a partir do ambiente celular externo. Sem a entrada de oxigênio molecular, as bactérias luminosas não podem emitir luz. Na reação catalisada por luciferase bacteriana, o gasto de energia na redução do oxigênio molecular a um intermediário de reação peróxi e, em seguida, à água serve como um gatilho para a liberação da energia potencial da oxidação de FMNH 2 e aldeído graxo na forma de emissão de fótons (Figura 18).

Além da bioluminescência bacteriana, todos os outros sistemas de luminescência biológica (como vaga-lumes, celenterados e dinoflagelados) utilizam oxigênio molecular como oxidante obrigatório em sua bioquímica de luminescência, e os processos envolvidos na redução do oxigênio molecular servem como um reservatório de energia, drenando o poder redutor dos substratos. Isso leva à formação de intermediários instáveis ​​de alta energia, que dissipam a energia potencial do cromóforo excitado na forma de luz. Nesse sentido, o oxigênio molecular pode ser considerado a chave para liberar a energia depositada no FMNH 2 e no aldeído graxo para a bioluminescência bacteriana.


A Utilização da Bioluminescência Bacteriana como Biossensor e Repórter da Expressão Gênica.

Como a função primária da luciferase bacteriana é catalisar a emissão de luz, esta característica juntamente com a geração do substrato aldeído pela redutase do ácido graxo pode ser produzida com sucesso em outras bactérias, pela transferência do LuxoGenes CDABE, que convertem bactérias não luminescentes em emissores de luz (Figura 19).

A adaptação da luz como um recurso acessório de bactérias normalmente não luminescentes forneceu aos pesquisadores uma alternativa fácil para medir e detectar o crescimento e as condições de vida das bactérias (Figura 19). A utilização da bioluminescência bacteriana também é um dos vários métodos usados ​​na detecção de bactérias patogênicas em fontes alimentares humanas. Ao cultivar uma amostra de alimento na presença de um bacteriófago recombinante que carrega o LuxoInserção CDABE, pode-se determinar prontamente a presença de contaminação bacteriana na fonte de alimento. Além disso, a propriedade emissora de luz do LuxoOs genes CDABE têm sido empregados como repórteres da expressão gênica para o estudo de controles regulatórios envolvidos em afetar a eficiência da RNA polimerase na iniciação e transcrição em diferentes promotores. Então o LuxoOs genes CDABE estão sob o controle de um promotor regulado ambientalmente (por exemplo, promotores cuja eficiência é altamente sensível ao nível de mercúrio, arsênio ou outros poluentes), o Luxo os genes podem funcionar como um biossensor, cuja expressão monitorará a presença de resíduos tóxicos no meio ambiente. Na indústria farmacêutica, bactérias geneticamente modificadas carregando o sistema luminoso lux têm sido utilizadas para avaliar a eficácia de antibióticos no combate a infecções bacterianas em mamíferos, com animais como camundongos, porcos e macacos servindo como modelos humanos em potencial. Neste procedimento de triagem, a intensidade da luminescência nos órgãos / tecidos infectados diminuirá conforme as bactérias são mortas pelos antibióticos, portanto, a bioluminescência bacteriana serve como um indicador de crescimento bacteriano permitindo que as dosagens adequadas de antibióticos sejam determinadas e o tratamento eficaz seja estabelecido.


Regulamento do LuxoExpressão CDABE em Bactérias Luminosas - Quorum Sensing

A carga de trabalho do maquinário que emite luz em bactérias luminosas está sob rígidos controles regulatórios. Para que ocorra a emissão brilhante, não apenas um alto nível de expressão do LuxoOs genes CDABE são necessários para formar a luciferase bacteriana e a redutase de ácidos graxos, mas também a síntese dos substratos da luciferase bacteriana é essencial para manter a emissão de luz por longos períodos de tempo. Portanto, a emissão de luz por bactérias luminosas é altamente dependente do crescimento e do meio ambiente. Na configuração do laboratório, bactérias luminosas crescendo em meio líquido em baixa densidade celular emitem uma quantidade mínima de luz, devido à dormência da expressão de LuxoGenes CDABE e a deficiência no nível de substrato para a reação de luciferase bacteriana (Figura 20). Do meio ao final do período de crescimento exponencial, a intensidade da emissão de luz aumenta dramaticamente como resultado do rápido acúmulo dos substratos sintetizados e enzimas a partir da ativação da expressão do LuxoGenes CDABE (Figura 20).

O aumento na expressão do LuxoOs genes CDABE ocorrem por meio de um mecanismo análogo a uma reação química autocatalítica, em que os produtos da reação também catalisam a reação da qual foram derivados, levando à geração de mais produtos e, portanto, de mais catalisadores (Figura 21).

Na bioluminescência bacteriana os catalisadores que induzem a expressão do LuxoOs genes CDABE são proteínas regulatórias e um pequeno composto químico, comumente chamado de autoindutor (Figura 22).

O autoindutor é um pequeno produto metabólico, que se difunde livremente através da membrana celular e é excretado para o ambiente extracelular durante o estágio inicial de crescimento celular (Figura 23).

Sabe-se que as bactérias luminescentes marinhas que vivem livremente no oceano não emitem luz, enquanto as bactérias que vivem como simbiontes em organismos marinhos e / ou em um ambiente localizado e confinado emitem um alto nível de luz. Portanto, para que a emissão de luz ocorra, as bactérias luminosas precisam crescer em um ambiente confinado e rico em nutrição, no qual o autoindutor pode se acumular. Quando a concentração do autoindutor aumenta até certo nível no ambiente extracelular, os autoindutores irão ativar o sistema luminoso das bactérias luminosas. Esse processo foi chamado de "detecção de quorum", pois as bactérias literalmente sentem quando uma concentração suficiente de bactérias foi atingida com base no acúmulo de autoindutor (Figura 23).

A maioria das investigações se concentrou nos sistemas de detecção de quorum de Vibrio fischeri e Vibrio Harveyi, visto que essas bactérias luminescentes foram amplamente investigadas. Embora ambos V. fischeri e V. harveyi utilizar o LuxoGenes estruturais CDABE (que codificam para luciferase bacteriana e redutase de ácido graxo) para gerar luz, o mecanismo de ativação de LuxoA expressão do gene CDABE é um pouco diferente entre as duas espécies.


O mecanismo autocatalítico envolvido na regulamentação de V. fischeri luxExpressão CDABE.

O autoindutor que liga o sistema bioluminescente de V. fischeri é 3-oxohexanoil-homoserina lactona, sintetizada a partir de S-adenosilmetionina e 3-oxohexanoil-ACP (proteína transportadora de acila) pelo autoindutor sintetase codificado pelo LuxoGene I (Figura 24).

Quando uma concentração crítica de 3-oxohexanoil-homoserina lactona é estabelecida no ambiente extracelular, o autoindutor começa a se acumular dentro da bactéria luminosa e interage com a proteína reguladora codificada por LuxoR (Figura 24).

Uma característica notável sobre o sistema de bioluminescência em V. fischeri é a organização dos genes lux reguladores no controle da indução da bioluminescência bacteriana, particularmente o sítio de ligação do promotor da polimerase de RNA bidirecional entre os LuxoOperon R e o operon policistrônico ligado contiguamente contendo o LuxoGenes ICDABE (Figura 25).

Ligação do complexo de ativação (autoindutor-LuxR) ao local do operador na região regulatória entre as LuxoR e LuxoOs operons ICDABE, juntamente com um complexo cAMP-CRP (proteína do receptor cAMP-cAMP) em um local de ligação de CRP, leva a RNA polimerase sendo recrutada para o local do promotor bidirecional para transcrever os genes lux a jusante (Figura 25). Como consequência da organização desses genes lux no genoma, o complexo de ativação formado entre o autoindutor e a proteína reguladora (LuxR) acelera não só a expressão de LuxoCDABE, mas também a expressão de mais proteína reguladora LuxR e sintetase de autoindutor LuxI. Dentro de um curto intervalo de tempo, a amplificação de feedback nas rodadas subsequentes de expressão do gene lux produziu um grande número de moléculas de luciferase e redutase de ácido graxo, bem como níveis aumentados de autoindutor e proteína reguladora (LuxR), resultando em um aumento exponencial na emissão intensidade por célula e a emissão brilhante das bactérias luminosas observada após a autoindução (Figura 21, 23 e 27). A utilização de um mecanismo autocatalítico na aceleração da expressão gênica não é exclusiva das bactérias luminosas, visto que pesquisadores em outras áreas descobriram que muitas bactérias não luminosas usam mecanismos de detecção de quorum semelhantes para orquestrar o início e o aumento da expressão gênica.

Enquanto a ativação e o LuxoExpressão do gene CDABE em V. fischeri têm sido bem estudados, o mecanismo pelo qual a luminescência parece ser reprimida em densidades celulares muito altas não é bem compreendido. Esta diminuição na intensidade da luz pode refletir uma limitação na disponibilidade do substrato, alternativamente, o complexo de ativação autoindutor-LuxR pode se ligar a um local de ligação semelhante ao operador de baixa afinidade causando repressão.


Comparação dos Mecanismos de Regulação de V. fischeri e V. harveyi

Em contraste com o controle de vias regulatórias bem estudadas V. fischeri luminescência, os mecanismos de controle envolvidos na regulação do início da luminescência em outras espécies de bactérias luminosas não foram totalmente explorados. O regulamento de V. harveyi luminescência tem sido o alvo de interesse recente. Embora autoindutores e os LuxoOs genes CDABE (luciferase e ácido graxo redutase) são os elementos estruturais comuns essenciais para o início da emissão de luz na maioria das bactérias luminosas, mecanismo de controle pelo qual o nível de expressão de LuxoCDABE é regulamentado em V. harveyi é extremamente complexo em comparação com o de V. fischeri. Em contraste com o LuxoPar I / R de genes reguladores no direcionamento LuxoExpressão CDABE em V. fischeri, uma infinidade de pelo menos oito regulamentares Luxo genes estão envolvidos na transdução de sinal no controle do início de V. harveyi luminescência (Figura 27). No entanto, a transdução de sinal em V. harveyi do sensor de quorum autoindutor no ambiente extracelular para o operon na célula é funcionalmente homólogo ao LuxoI / R de V. fischeri na ativação de luminescência. O objetivo da partição da função integrada sobre vários componentes regulatórios pode ser devido ao acoplamento da regulação da luminescência a uma ou mais vias metabólicas e ao ajuste fino do nível de emissão de luminescência em V. harveyi em resposta a sinais nutricionais. Portanto, é necessário elucidar a função de cada elemento regulador envolvido no sistema de retransmissão de sinais para determinar as potenciais interações desses componentes regulatórios com outras vias metabólicas celulares e suas contribuições para a modulação do nível de emissão de luminescência. Consequentemente, as funções particionadas dos componentes regulatórios em V. harveyi em relação ao integrado LuxoI / R em V. fischeri será brevemente descrito aqui. Em contraste com o estreitamente ligado e contíguo LuxoR e LuxoOperons ICDABE no V. fischeri genoma, todos os reguladores Luxo genes envolvidos no controle do LuxoA expressão CDABE está espalhada sobre o V. harveyi genoma. Além disso, existem duas vias de transdução de sinalização, respondendo a dois autoindutores diferentes em V. harveyi regulação de luminescência.O autoindutor, N- (3-hidroxibutanoil) homoserina lactona (Figura 22), é produzido pelo autoindutor sintetase codificado por LuxoM e o outro autoindutor, um diéster de furanosil borato (Figura 26), é sintetizado pelo LuxoS autoindutor sintetase.

Apesar de LuxoEu sintetase de V. fischeri sintetiza um derivado de homosserina lactona que é semelhante ao produzido pela LuxM sintetase de V. harveyi, nem LuxM nem LuxS compartilham homologia de sequência com autoindutor sintetase (LuxI) de V. fischeri. Em contraste com a formação do complexo ativador transcricional (autoindutor LuxI e proteína reguladora LuxR), que atua diretamente no LuxoOperon CDABE para ativar a transcrição em V. fischeri, os autoindutores excretados no ambiente extracelular por V. harveyi ligam-se aos receptores autoindutores correspondentes (o autoindutor LuxM liga-se ao domínio extracelular da proteína transmembrana LuxN. O autoindutor LuxS liga-se à subunidade LuxP extracelular do complexo de proteína transmembrana LuxP / Q) nas proteínas de membrana, que têm domínios de receptor autoindutor no ambiente extracelular e quinase / fosfatase domínios no ambiente intracelular (Figura 27). A ligação de autoindutores aos domínios de receptor correspondentes causa então uma mudança conformacional nos domínios intracelulares, ativando a atividade de fosfatase intracelular de mediadores de sinal transmembrana LuxN e LuxP / Q (Figura 27). Deste ponto em diante, o sinal converge, e ambos os domínios de fosfatase de LuxN e LuxP / Q desfosforilam a proteína reguladora LuxU, que então desfosforila LuxO, removendo a repressão do LuxoGenes CDABE. LuxO é um regulador sigma-54 e acredita-se que estimule a síntese de um repressor do Luxo operon e / ou LuxoR. Uma vez que a proteína reguladora LuxO é desfosforilada, a repressão ocorre LuxoA expressão de CDABE é aliviada, deixando LuxR como o ativador do LuxoOperon CDABE (Figura 27). No entanto, é importante enfatizar que V. harveyi LuxR não possui qualquer sequência ou homologia estrutural com V. fischeri LuxR nem o V. harveyi LuxR interage diretamente com o autoindutor. É interessante notar que V. harveyi utiliza um extenso mecanismo de transdução de sinal envolvendo várias etapas de fosforilação e desfosforilação para entregar o sinal do autoindutor difusível por membrana do ambiente extracelular para o ativador LuxR na célula, enquanto a proteína LuxR de V. fischeri liga diretamente o autoindutor para ativar LuxoExpressão CDABE (Figura 27).

Como tanto a fosforilação quanto a desfosforilação são atividades integrantes de várias vias de transdução de sinal envolvidas no controle do crescimento celular, a transferência do sinal de detecção de quorum por um sistema de fosfo-transdução para o Luxo O operon oferece uma excelente oportunidade para integrar a energia metabólica com a regulação do quorum sensing em bactérias luminosas.

Os fenômenos de bioluminescência na natureza sempre foram o foco da atenção humana. Antes da identificação de organismos luminosos, a presença de até mesmo um brilho luminoso fraco no escuro assustava um número incontável de indivíduos, que percebiam o brilho como fantasmas ou espíritos sobrenaturais. No entanto, a curiosidade dos cientistas em desvendar os mistérios da natureza levou à identificação de muitos organismos luminosos responsáveis ​​pela emissão de luz em diferentes ambientes ambientais. O isolamento de bactérias luminosas de ambientes marinhos e terrestres e a caracterização de suas propriedades resultaram na identificação de uma série de espécies de bactérias luminosas classificadas em vários gêneros. Todas as bactérias luminescentes utilizam FMNH 2, O 2 e aldeído graxo longo como substratos para a reação de bioluminescência catalisada pela luciferase (LuxAB), com o complexo de ácido graxo redutase (LuxCDE) sintetizando o substrato aldeído de cadeia longa do tetradecanal. Uma redutase FMN dependente de NAD (P) H encontrada na maioria, senão em todas as bactérias, gera o substrato FMNH 2.

Consequentemente, apenas os cinco genes no operon lux, LuxoCDABE, são necessários para produzir emissão de luz, mesmo em bactérias que normalmente não emitem luz e, assim, fornecem a oportunidade de utilizar a bactéria Luxo sistema como um sensor emissor de luz em muitas bactérias.

A regulamentação da indução de expressão do LuxoOs genes CDABE em bactérias luminescentes em alta densidade celular levaram ao desenvolvimento de protótipos moleculares para quorum sensing, um importante novo mecanismo regulatório de sinalização de aglomeração bacteriana, e agora encontrado controlando as principais vias metabólicas secundárias em muitas bactérias não luminescentes. Avanços na compreensão dos mecanismos moleculares, estruturas e regulação do Luxo enzimas e genes de bactérias luminescentes responderam a muitas das perguntas, mas por que as bactérias utilizam a energia da célula para emitir luz neste processo exergônico e como o sistema luminescente faz interface em nível molecular com as vias metabólicas e de fornecimento de energia nas bactérias ainda permanece um mistério.

A luciferase bacteriana é uma das poucas enzimas que foi extensivamente investigada nas últimas décadas. A razão por trás de sua atenção continuamente recebida na ciência, particularmente na pesquisa de enzimas, é a complexidade da interação substrato-substrato e substrato-enzima ao longo da via de reação.

Um fator crucial, que auxilia efetivamente os pesquisadores na resolução e compreensão da complexa interação intermolecular na reação catalisada pela luciferase, é a arquitetura única do sítio ativo na estrutura tridimensional da luciferase bacteriana. No entanto, antes de tirar proveito dessa informação estrutural em inferências funcionais, os cientistas não só precisam localizar com precisão o local de ligação do ligante, mas também devem ser capazes de visualizar a conformação do ligante ligado à proteína em coordenação com todos os locais ativos estruturais recursos no ambiente circundante. Porque a estrutura cristalina da luciferase bacteriana não contém substratos ligados, os pesquisadores neste campo construíram recentemente a flavina no sítio ativo da luciferase bacteriana com modelagem molecular.

As informações estruturais, derivadas da investigação da modelagem molecular, não só se correlacionam com diversos resultados experimentais já existentes na literatura, mas também permitem que os pesquisadores expandam seus projetos de pesquisa para novas áreas. Neste exercício, você percorrerá os experimentos e analisará todos os resultados fornecidos para derivar uma hipótese, que foi realmente usada no desenvolvimento do modelo do complexo flavina-luciferase recentemente proposto.

Sugestão: O procedimento passo a passo a seguir descreve os destaques dos eventos, que realmente ocorreram durante o desenvolvimento do modelo proposto do complexo flavina-luciferase. Você deve ler os gráficos e resultados e processar as informações antes de prosseguir para a próxima etapa. O objetivo deste passo a passo é colocá-lo em simulação com os eventos que ocorreram durante o projeto de pesquisa real.

Etapa 01: Inspecionar o sítio ativo da luciferase bacteriana. O espaço do sítio ativo da luciferase bacteriana é representado pela bolha azul no centro da Figura 28. O contorno da bolha azul é a superfície do contorno da cavidade do sítio ativo, criada por resíduos de aminoácidos.



Como você pode ver na figura acima, o volume e a forma da cavidade do sítio ativo (bolha azul) são muito grandes e profundos. O propósito para este grande espaço vazio é óbvio, porque a luciferase bacteriana tem que ter um "bolso espaçoso" para acomodar dois grandes substratos (o mononucleotídeo de flavina reduzido e o aldeído de cadeia longa gordurosa) e uma molécula de oxigênio. Em segundo lugar, também pode ser visto que não há elementos estruturais salientes dividindo esta cavidade em sítio de ligação de substrato designado para cada um dos substratos, prenunciando a complexidade envolvida nas interações intermoleculares entre substratos em coordenação com a bolsa de sítio ativo.

Etapa 02: Relacionar o íon fosfato inorgânico ao grupo fosfato do mononucleotídeo de flavina. A presença de um íon fosfato inorgânico no sítio ativo fornece aos cientistas um bom palpite / sugestão sobre a posição (Figura 29), na qual o grupo fosfato da flavina tem maior probabilidade de se ancorar no sítio ativo.


No entanto, é importante para um investigador (você, como cientista) confirmar essa hipótese antes de atribuir as coordenadas geométricas do grupo fosfato da flavina ao local onde o íon fosfato inorgânico reside na estrutura cristalina (Figura 30).



12), para um glutamato, cuja cadeia lateral de carboyxlato é modificada negativamente (pKa

4). O uso de riboflavina, um análogo do FMN que não possui o grupo fosfato carregado negativamente, em combinação com as mudanças na propriedade eletrônica da cadeia lateral na posição 107, foram usados ​​para avaliar a validade da hipótese.


A atividade das luciferases, medida contra FMNH 2 e riboflavina mostra que o mutante de glutamato, R107E, prefere riboflavina a FMNH 2, indicando que a cadeia lateral de carboxilato carregado negativamente de R107E está repelindo o grupo fosfato carregado negativamente de FMNH 2 (Figura 32 ) A reversão da preferência de substrato no mutante R107E demonstra a existência de interação entre a cadeia lateral na posição 107 e o grupo fosfato de FMNH 2.


Além disso, a insensibilidade do mutante de glutamato, R107E, ao aumento da concentração de íons de fosfato inorgânico indica que a cadeia lateral de carboxilato carregada negativamente de R107E efetivamente repele o íon de fosfato inorgânico de entrar no local de ligação de fosfato (Figura 33). Como esses resultados estabelecem uma excelente correlação entre o efeito da mutação e o local da mutação, a função da cadeia lateral na posição 107 na ligação do grupo fosfato do substrato de flavina foi estabelecida, e a hipótese também foi apoiada.


Etapa 03: Procurando a geometria de ligação de flavina mais provável.
A Figura 34 mostra a sobreposição de todas as conformações de ligação de flavina encontradas durante a modelagem molecular. Aqui, a "bagunça" dos modelos de flavinas sobrepostos representa que a cavidade do local ativo foi completamente pesquisada para as flavinas com conformações geometricamente possíveis. No entanto, como várias referências da literatura, publicadas nas últimas décadas, indicaram claramente que a flavina ligada à enzima é fortemente coordenada com pouca vibração em movimento no local de ligação do ligante, a geometria de ligação correta deve ser um dos modelos mostrados acima. Portanto, um procedimento de triagem para selecionar o modelo correto deve ser planejado.


Etapa 04: Identificar as informações farmacofóricas dos dados de estrutura-atividade de análogos de flavina. A Figura 35 mostra os resultados extraídos de um artigo publicado. Como o grupo de ligação, que conecta o fosfato à isoaloxazina catalítica, muda de comprimento, a atividade também muda. A mudança dramática da atividade enzimática completa com fosfo-butil-flavina para cem vezes menor atividade com fosfo-propil-flavina indica que a interação flavina-enzima é altamente dependente do comprimento da porção ligante, que é destacada em azul acima Figura. Ou seja, com o grupo fosfato de flavina ancorado no sítio de ligação de fosfato na enzima, e após a projeção do grupo isoaloxazina catalítica na cavidade do sítio ativo, o grupo ligante deve ter comprimento suficiente para o grupo isoaloxazina catalítica para adaptar um ativo geometria de ligação no site ativo. O resultado na Figura 36 mostra que o tamanho mínimo do linker necessário para que esse processo de ligação ocorra com sucesso tem 4 carbonos de comprimento. A diferença dramática na atividade entre o tamanho do ligante da unidade de 3 carbonos e da unidade de 4 carbonos implica que o comprimento do ligante é o elemento estrutural de restrição que controla a função geral da molécula.


Etapa 05: Desenvolvimento de um procedimento de seleção. No gráfico esquemático (Figura 36), o cilindro amarelo representa o local de ligação do fosfato. O setor em forma de torta, estendendo-se do local de ligação de fosfato, representa o campo, para o qual o grupo isoaloxazina catalítico de flavina pode atingir com o determinado número de carbonos na fração de ligação. A informação farmacofórica, extraída dos dados bioquímicos reais, indica que a geometria de ligação ativa ocorre quando a flavina tem um mínimo de 4 carbonos na porção de ligação. Com todas as informações em mente, a geometria de ligação ativa da fração de isoaloxazina catalítica deve ser comum e facilmente acessível pelos análogos de flavina totalmente ativos (isto é, com um ligante de unidade de 4 e 5 carbonos). Além disso, esta geometria de ligação específica da isoaloxazina catalítica deve estar ausente no conjunto de modelos construídos com fosfo-propil-flavina. Portanto, múltiplos ciclos de pesquisas conformacionais para análogos de flavina com ligantes de unidade de 3, 4 e 5 carbonos foram realizados. Ao selecionar as conformações de isoaloxazina, que são comuns entre fosfo-butil-flavina e fosfo-pentil-flavina e FMN, seguido pela eliminação dos conformadores que estão dentro do campo de pesquisa de fosfo-propil-flavina, os pesquisadores efetivamente reduziram o número de possíveis modelos para um.


A Figura 37 mostra três modelos de flavinas, que são agrupados no espaço. A fosfo-butil-flavina é colorida em bordô, a fosfo-pentil-flavina é colorida em verde e a flavina natural, FMN, é colorida em amarelo. A Figura 38 mostra que as porções de isoaloxazina (a porção tricíclica) de butil-flavina, pentil-flavina e FMN estão todas na mesma orientação e espaço. A geometria comum do cromóforo isoaloxazina mostrado na Figura 38 também é o modelo que foi proposto.


[NOTA: Para obter informações detalhadas sobre os tópicos fornecidos neste exercício, consulte Lin et al. (2001) Modeling of the bacterial luciferase-flavin mononucleotide complex combinando flexível docking with structure-activity data. Protein Sci. 10: 1563-1571.]


Perguntas e respostas sobre bioluminescência

Aqui estão as respostas a 10 perguntas comuns sobre bioluminescência:

Quais são alguns dos diferentes animais que produzem luz?

Embora a bioluminescência possa ser considerada rara medida pelo número total de espécies, é extremamente diversa em sua ocorrência. Existem muitos tipos diferentes de organismos que produzem bioluminescência, desde células microscópicas a peixes e até mesmo alguns tubarões. Mas não há animais luminescentes em vertebrados superiores acima dos peixes. No geral, os organismos luminescentes representam a maioria dos filos principais.

Vamos examinar uma pequena lista de grupos que possuem membros luminescentes (raro significa que apenas algumas espécies são luminescentes). Os mais comuns são destacados com um asterisco (*):

  • Organismos unicelulares:
  • *Bactérias
  • Radiolaria
  • * Dinoflagelados
  • Fungi
  • * Celenterados e Ctenóforos (medusas): sifonóforos, medusas, corais moles (geleias de favo)
  • Gastrópodes: nudibrânquios (raros), amêijoas (raros), * lulas, polvos (raros)
  • Anelídeos (vermes): * poliquetas (vermes com cerdas), minhocas
  • * Crustáceos marinhos: misídeos (raro), copépodes, ostracodes (firefleas), anfípodes, krill, camarão
  • Insetos: * besouros (vaga-lumes, pirilampos), moscas (raros), centopéias (raros), milípedes (raros)
  • Equinodermos :, Sealilies, Seastars, * Brittlestars, Sea Pepumbers
  • * Tunicados: pirossomas, larváceos
  • Tubarões (raros)
  • * Peixes & # 8211 muitos tipos diferentes

Por que tantos animais no oceano são bioluminescentes?

Provavelmente a bioluminescência se originou nos oceanos com base nas estruturas químicas das luciferinas e luciferases, a bioluminescência pode ter evoluído independentemente várias dezenas de vezes.

A emissão de luz é funcionalmente importante apenas se for detectada por outros organismos. Existem várias razões pelas quais a bioluminescência é um meio eficaz de comunicação no oceano.

  • Primeiro, em uma grande parte do oceano a luz solar transmitida é fraca ou ausente, então a bioluminescência se torna uma forma alternativa de comunicação usando a luz.
  • Em segundo lugar, o volume de habitat onde a bioluminescência é efetiva é vasto, permitindo que a seleção natural ocorra em um amplo contexto ecológico.
  • Terceiro, na maior parte do oceano não há ocultação, então os animais & # 8220 se escondem ao ar livre. & # 8221

Algumas das funções mais comuns da bioluminescência no oceano são a defesa contra predadores ou a localização ou atração de presas. No oceano profundo, onde a luz do sol é fraca ou ausente, mais de 90% dos animais são luminescentes.

Você sabia que um pequeno peixe luminescente do fundo do mar chamado bristlemouth lightfish é considerado o vertebrado mais abundante do planeta?

Animais bioluminescentes são encontrados apenas no oceano?

Não. Existem animais terrestres luminescentes, mas são relativamente raros em comparação com os do oceano. Se você mora a leste da divisão continental dos EUA, pode estar familiarizado com as exibições de vaga-lumes ao anoitecer durante o verão.

Existem os chamados vermes ferroviários na América do Sul e Central, que são, na verdade, larvas de besouro. Seu nome vem das fileiras de luzes verdes e vermelhas provenientes de cada segmento do corpo. Alguns cogumelos brilham, assim como um caracol terrestre da Malásia e algumas minhocas, centopéias, centopéias e nematóides.

Com exceção de um animal aparentado com moluscos, não existem animais luminescentes de água doce.

Portanto, em geral, a bioluminescência em terra e em água doce é rara em comparação com sua ocorrência no oceano. Podemos apenas imaginar por que a luminescência não ocorre em ambientes de água doce. Existem habitats de água doce com baixos níveis de luz, como no mar profundo, mas sem bioluminescência. Talvez haja um requisito químico que está faltando? É mais fácil estudar algo que existe do que algo que não existe, então sabemos muito mais sobre por que há bioluminescência no oceano do que por que não há bioluminescência em lagos e rios.

O vaga-lume é igual a um vaga-lume?

Glowworms não são vermes, mas eles brilham. Glowworms são na verdade larvas de mosca e vivem em cavernas como a caverna Waitomo na Nova Zelândia. Seu brilho atrai insetos que ficam presos em fios de mucosa pendurados no teto e são comidos. Portanto, neste caso, o brilho atua como uma isca para atrair a presa.

Qual é a função da bioluminescência?

A bioluminescência é importante apenas se for detectada por outros organismos. Embora existam diferentes funções de emissão de luz e os animais possam usar a luz para mais de uma função, os usos da bioluminescência podem ser agrupados em vários tipos principais:

  • Encontrar ou atrair presas
    No oceano escuro, o brilho fraco pode ser usado para atrair a presa. Peixes como o tamboril usam um órgão claro cheio de bactérias que fica pendurado em sua testa. As presas são atraídas pela luz da mesma forma que um pescador pode usar uma isca brilhante para pescar à noite. Quando a presa infeliz chega perto do tamboril, ela é engolfada inteira. Alguns peixes usam a bioluminescência como lanterna, que é assim que os peixes-lanterna receberam esse nome.Eles usam luz, produzida por bactérias simbióticas que vivem em um órgão abaixo de seus olhos, para iluminar presas em potencial. Em terra, o brilho dos pirilampos que vivem em cavernas serve para atrair presas de insetos, que ficam presas nos pirilampos & # 8217 fios mucosos pegajosos. Outro exemplo é o brilho dos fungos, que atrai insetos não como presas, mas como um meio de dispersar o fungo esporos.
  • Defesa contra predadores.
    A bioluminescência pode servir como isca. Algumas lulas e camarões produzem uma nuvem brilhante luminescente semelhante em função à nuvem de tinta das lulas à luz do dia. Quando atacados por um predador, os vermes escamados e as estrelas frágeis sacrificam uma parte do corpo que continua a brilhar enquanto o animal foge. Outros animais que vivem nas profundezas do oceano, onde a luz do sol é muito fraca, usam a bioluminescência para se camuflar. Sua bioluminescência corresponde à cor e ao brilho da luz fraca do sol e é chamada de contra-sombreamento luminescente, porque preenche sua sombra e torna mais difícil sua detecção por predadores. Muitos pequenos plânctons usam flashes de luz para assustar seus predadores na tentativa de interromper sua alimentação.
  • Comunicação.
    O exemplo mais conhecido é a bioluminescência de vaga-lumes, onde ocorre uma troca de flashes entre machos e fêmeas. As fêmeas respondem aos flashes dos machos voando, com o resultado final de que o macho se aproxima da fêmea com o propósito de acasalar. Para evitar confusão entre membros de diferentes tipos de vaga-lumes, os sinais de cada espécie são codificados em uma sequência temporal única de piscadas. Alguns animais marinhos, como polychates (vermes de cerdas) usam bioluminescência durante enxames de acasalamento, onde os machos irão atrair as fêmeas para eles. Em outros, como os ostracodes (firefleas), os machos piscam em uma sequência enquanto nadam para atrair as fêmeas.

Todas as medusas produzem luz? Qual é a função da bioluminescência da água-viva?

Estima-se que cerca de 50% das águas-vivas são bioluminescentes. Existem muitos tipos diferentes representados, incluindo sifonóforos (relacionados com o man-o-war português), medusas, penas do mar e outros corais moles, e ctenóforos (geleias em pente). A maior diversidade de água-viva luminescente ocorre no fundo do mar, onde quase todo tipo de água-viva é luminescente. A maior parte da bioluminescência das medusas é usada para defesa contra predadores. Águas-vivas, como as geléias em pente, produzem flashes brilhantes para assustar um predador; outras, como os sifonóforos, podem produzir uma cadeia de luz ou liberar milhares de partículas brilhantes na água como uma imitação de um pequeno plâncton para confundir o predador. Outros produzem um lodo brilhante que pode aderir a um predador em potencial e torná-lo vulnerável a seus predadores. Algumas águas-vivas podem liberar seus tentáculos como iscas brilhantes. Então você vê que existem muitas estratégias para usar a bioluminescência por águas-vivas.

Algumas das águas-vivas mais incríveis do fundo do mar são as geleias de favo, que podem ficar do tamanho de uma bola de basquete e, em alguns casos, são tão frágeis que é quase impossível coletá-las intactas.

Também espetaculares são os sifonóforos, alguns dos quais podem atingir vários metros de comprimento. Os sifonóforos lançam muitos tentáculos como uma rede de emalhar lançada para peixes pequenos.

Como os animais usam a química para fazer luz?

Toda a bioluminescência vem da energia liberada por uma reação química. Isso é muito diferente de outras fontes de luz, como o sol ou uma lâmpada, onde a energia vem do calor. Em uma reação luminescente, dois tipos de produtos químicos, chamados luciferina e luciferase, combinam-se. A luciferase atua como uma enzima, permitindo que a luciferina libere energia à medida que é oxidada. A cor da luz depende das estruturas químicas dos produtos químicos. Existem mais de uma dúzia de sistemas químicos luminescentes conhecidos, indicando que a bioluminescência evoluiu independentemente em diferentes grupos de organismos. Um tipo de luciferina é a coelenterazina, encontrada em águas-vivas, camarões e peixes. Os dinoflagelados e o krill compartilham outra classe de luciferinas únicas, enquanto os ostracodes (firefleas) e alguns peixes têm uma luciferina completamente diferente. A ocorrência de luciferinas idênticas para diferentes tipos de organismos sugere uma fonte alimentar para alguns grupos. Organismos como bactérias e vaga-lumes têm uma química luminescente única. Em muitos outros grupos, a química ainda é desconhecida. Para obter mais informações sobre a química luminescente, visite o site da Bioluminescência.

A bioluminescência ocorre em apenas uma cor ou existem cores diferentes? Em caso afirmativo, como as diferentes cores são produzidas?

A bioluminescência vem em cores diferentes, do azul ao vermelho. A cor é baseada na química, que envolve uma molécula de substrato chamada luciferina, a fonte de energia que vai para a luz, e uma enzima chamada luciferase. Em animais terrestres, como vaga-lumes e outros besouros, a cor é mais comumente verde ou amarelo e, às vezes, vermelho. No oceano, porém, a bioluminescência é principalmente azul-esverdeada ou verde. Isso ocorre porque todas as cores da luz não são transmitidas igualmente pela água do oceano, então, se o objetivo da bioluminescência é fornecer um sinal que é detectado por outros organismos, então é importante que a luz seja transmitida pela água do mar e não absorvida ou espalhada. A luz azul esverdeada se transmite melhor através da água do mar, então não é surpresa que esta seja a cor mais comum de bioluminescência no oceano.

Existem algumas exceções à regra de cor azul-verde / verde para a bioluminescência oceânica. Alguns vermes produzem luz amarela, e um peixe das profundezas chamado mandíbula solta preta produz luz vermelha além de azul. Acreditamos que a luz vermelha funciona como uma espécie de holofote invisível, porque a maioria dos animais no oceano não consegue ver a luz vermelha, enquanto os olhos da mandíbula solta negra são sensíveis ao vermelho. Assim, ele pode usar sua luz vermelha para encontrar a presa, enquanto a presa nem sabe que está sendo iluminada!

O que é um fóton?

A luz é uma forma de radiação eletromagnética, como rádio ou microondas. Alguns aspectos da luz, como sua frequência (cor), são baseados em suas propriedades de onda. A luz também pode ser considerada um fluxo de partículas chamadas fótons, cada uma contendo energia. Este conceito é chamado de teoria quântica. Portanto, há duas maneiras de expressar quanta luz existe. Um é baseado na energia (em unidades de watts, joules ou calorias e o outro é baseado no número de fótons. Por exemplo, o comprimento de onda da luz verde é inferior a 1 milionésimo de polegada e a energia de um fóton de luz verde é equivalente a 1 milhão de bilionésimo de uma caloria! Embora os fótons sejam partículas, eles são partículas de energia e são diferentes das partículas em uma célula, como as moléculas.

Um típico flash de luz dinoflagelado contém cerca de 100 milhões de fótons e dura cerca de um décimo de segundo.

Por meio do splicing de genes, alguma espécie de planta ou animal se beneficiaria de uma capacidade de bioluminescência induzida artificialmente?

Todas as células têm a capacidade de produzir níveis ultrabaixos de luz devido à oxidação de moléculas orgânicas, como proteínas, ácidos nucléicos, etc. Por meio de um processo muito longo de seleção natural, os organismos que chamamos de bioluminescentes desenvolveram a capacidade de aumentar a produção de luz por meio de adaptações fisiológicas, moleculares, anatômicas e comportamentais. Tudo isso porque a bioluminescência confere uma importante vantagem ecológica ao organismo. É o contexto ecológico que fornece a força motriz para a seleção natural.

Para que um organismo use a bioluminescência que foi induzida artificialmente, vários critérios devem ser atendidos:


Genética

O operon Lux controla a expressão dos genes necessários para a bioluminescência [9]. O genoma luxCDAB (F) E, que é comum para todos os operons lux [4]. Os genes luxA e luxB codificam as subunidades α e β- da luciferase e os genes luxC (redutase), luxD (sintetase) e luxE (transferase) codificam os polipeptídeos do sistema de redutase de ácido graxo, que é responsável pela síntese da gordura substrato de aldeído [5]. O operon lux tem um papel no desvio de ácidos graxos do metabolismo lipídico para a reação de bioluminescência bacteriana [5].


Parte II: Visão geral do conhecimento & mdash

Como as bactérias se comunicam

Os fundamentos do Quorum Sensing

Aqui estão as regras gerais para sistemas de detecção de quorum:

1) As bactérias produzem e liberam pequenas moléculas, chamadas autoindutores, no ambiente extracelular: Em baixa densidade celular, quando apenas algumas células bacterianas estão presentes, apenas uma pequena quantidade de autoindutor pode ser feita e ele se difunde. Como a concentração de autoindutor é baixa, a bactéria não consegue detectá-lo. Nessa condição, as bactérias atuam como indivíduos. À medida que as células se dividem e aumentam em número, elas produzem e liberam mais moléculas autoindutoras no ambiente, a concentração extracelular de autoindutor aumenta na mesma proporção que aumenta a densidade da população celular. Este princípio é ilustrado na Figura 11 no contexto da bioluminescência.

Figura 11: Quorum-Sensing Control of Bioluminescence.

2) Normalmente, os autoindutores são livremente difusíveis através da membrana celular, de modo que a concentração extracelular é igual à concentração intracelular. Quando o autoindutor extracelular atinge uma concentração limite crítica, que é indicativa de uma densidade populacional de células em particular, a bactéria detecta o autoindutor acumulado usando receptores (no citoplasma ou na membrana plasmática). Em resposta, os receptores ligados ao autoindutor regulam os genes que fundamentam os comportamentos coletivos. A regulação envolve o controle preciso dos fatores de transcrição que interagem com a RNA polimerase e isso determina se um gene será transcrito ou não. Os tipos de genes que estão sendo “ligados” ou “desligados” pelo sensor de quorum dão às bactérias comportamentos ou fenótipos distintos nas situações de baixa densidade celular e alta densidade celular (Figura 12). Por exemplo, os sistemas de detecção de quorum podem controlar genes que permitem a formação de biofilme, produção de fator de virulência, produção de antibióticos, simbiose, captação de DNA, etc. Normalmente, usando detecção de quorum, uma determinada espécie bacteriana controlará entre 200 e 600 genes (fora de

2.000-4.000 genes no total) que são codificados em muitos locais no genoma bacteriano, portanto, uma grande proporção do genoma de uma bactéria pode ser dedicada a comportamentos de grupo (Figura 12).

Figura 12 Um modelo geral para transcrição de genes controlados por detecção de quorum. Centenas de genes podem ser ativados ou desativados por vias de sinalização de detecção de quorum.

Quorum Sensing envolve vias de sinalização

Autoindutores acumulados são detectados de duas maneiras:

1) por receptores citoplasmáticos ou

2) por receptores ligados à membrana plasmática

É digno de nota mencionar aqui que muitos sistemas eucarióticos de transdução de sinal (como hormônios esteróides [receptor citoplasmático] e insulina [receptor de membrana]) funcionam de forma análoga a esses dois tipos de sistemas de transdução de sinal de detecção de quorum bacteriano.

Receptores citoplasmáticos como fatores de transcrição

Os sistemas de detecção de quorum mais simples de entender são aqueles descobertos por Engebrecht e Silverman em V. fischeri. O autoindutor extracelular acumulado se difunde dentro da célula e se liga ao receptor citoplasmático (denominado LuxR). O receptor citoplasmático é um fator de transcrição, o que significa que ele se liga a uma sequência de DNA promotora específica. Esse sistema atua como um interruptor: o receptor citoplasmático só se liga ao DNA quando está ligado ao seu autoindutor (Figura 13). Uma vez que o receptor citoplasmático ligado ao autoindutor se liga ao DNA, ele então recruta e ativa a RNA polimerase para também se ligar ao DNA. A RNA polimerase então começa a transcrever o RNA mensageiro (mRNA) que codifica os genes próximos. O mRNA, por sua vez, instrui os ribossomos a sintetizar as proteínas codificadas pelos genes (ver Dogma Central). Em nosso exemplo de bioluminescência, os genes expressos codificam a enzima luciferase produtora de luz e a enzima LuxI que forma o autoindutor.

Figura 13 Como os receptores citoplasmáticos controlam a expressão gênica. O autoindutor se liga a um receptor citoplasmático e induz uma mudança conformacional (causa uma mudança na forma da proteína). O receptor torna-se capaz de se ligar ao DNA, recrutar a RNA polimerase e permitir a transcrição dos genes próximos.

Receptores de expansão de membrana e cascatas de fosforilação

Muitos sistemas de detecção de quorum envolvem proteínas receptoras ligadas à membrana plasmática. O domínio do receptor localizado na parte externa da célula possui uma bolsa que se liga a um autoindutor específico. O domínio da proteína receptora que reside no interior da célula é uma enzima com duas atividades chamadas quinase e fosfatase.

As quinases (Figura 14) são enzimas que, usando ATP como substrato químico, ligam covalentemente um fosfato a um determinado aminoácido em uma proteína. A adição do fosfato à proteína tem uma função reguladora, pois altera a atividade da proteína.

Figura 14 Proteína quinases. Essas enzimas anexam covalentemente um fosfato, do trifosfato de adenosina (ATP) a um aminoácido de uma proteína.

Fosfatases (Figura 15) são enzimas que removem o fosfato de uma proteína. Assim, quinases e fosfatases têm atividades enzimáticas opostas.

Figura 15 Fosfatases de proteínas. Essas enzimas removem um fosfato covalentemente ligado a um aminoácido de uma proteína.

No caso de quorum sensing, em baixa densidade celular, quando o autoindutor não se acumulou, seu parceiro receptor ligado à membrana plasmática atua como uma quinase e se fosforila (Figura 16). Esse grupo fosfato é transportado por uma série de outras proteínas intermediárias, terminando com a transferência do fosfato para um fator de transcrição. Esse fator de transcrição fosforilado, junto com a RNA polimerase, faz com que os genes necessários para que as bactérias atuem como indivíduos sejam transcritos, enquanto os genes necessários para comportamentos de grupo não são transcritos (Figura 16).

Figura 16 Como os autoindutores funcionam por meio dos receptores de expansão da membrana do plasma. Esses receptores são proteínas que possuem um local de ligação extracelular e atividades enzimáticas intracelulares (uma quinase e uma fosfatase). Sem autoindutor, a porção quinase do receptor é ativa e se fosforila (ou seja, coloca um grupo fosfato no receptor). Esse grupo fosfato é transferido por meio de várias proteínas intermediárias para um fator de transcrição que, com a RNA polimerase, controla a expressão gênica. Sob essa condição, os genes para comportamentos individuais são ativados e os genes para comportamentos de grupo são desativados. Quando um autoindutor se liga ao receptor associado à membrana plasmática, ele induz uma mudança conformacional na proteína receptora que desliga a parte quinase do receptor e liga a parte fosfatase do receptor. A fosfatase remove o fosfato do receptor, revertendo o fluxo pelas proteínas intermediárias. Nesse cenário, os genes para comportamentos de grupo são ativados e os genes para comportamentos individuais são desativados.

O que acontece em alta densidade celular? Os níveis de autoindutor aumentam, permitindo que as moléculas de autoindutor se liguem ao receptor ligado à membrana plasmática. A ligação do autoindutor muda o receptor de uma quinase para uma fosfatase. O receptor remove o grupo fosfato de si mesmo. Isso reverte o fluxo de fosfato do fator de transcrição, através das proteínas intermediárias, para o receptor e, por fim, esses fosfatos de fluxo inverso são removidos do receptor. Sob essa condição, os genes necessários para comportamentos individuais não são transcritos, enquanto os genes necessários para comportamentos de grupo são transcritos em mRNA e, em seguida, transformados em proteínas. (Figura 16).

O papel do ciclo de feedback positivo

Os sistemas de detecção de quorum também ilustram um sistema de controle predominante na biologia chamado "loops de feedback". Se você estudar como as células tomam decisões, encontrará ciclos de feedback repetidamente. Os loops de feedback não são exclusivos da biologia. Os engenheiros elétricos usam feedback com frequência no projeto de circuitos. Uma definição concisa de feedback positivo pode ser encontrada na Wikipedia: “Feedback positivo é um processo que ocorre em um ciclo de feedback no qual os efeitos de uma pequena perturbação em um sistema incluem um aumento na magnitude da perturbação. Ou seja, A produz mais de B que, por sua vez, produz mais de A. ”

Vejamos como esse princípio funciona na detecção de quórum. Na Figura 17, a entrada é o autoindutor, que dispara a “atividade A”, a transcrição dos genes. A transcrição do gene gera uma saída desejada, como a bioluminescência. No entanto, também gera mais enzima de produção de autoindutor, que atua como "atividade" B ". A atividade da enzima então resulta em mais entrada (o autoindutor), o que resulta em mais transcrição (“atividade A”).

Figura 17: Um circuito de feedback positivo conduz a detecção de quorum. O autoindutor ativa a transcrição do gene que codifica a enzima produtora do autoindutor, junto com os genes da luciferase que produzem a bioluminescência. Mais enzimas produtoras de autoindutor são feitas e elas produzem mais autoindutores (o que faz com que mais enzimas produtoras de autoindutor sejam feitas, etc.). Este é um ciclo de feedback positivo.

O que o feedback positivo faz? Neste caso, causa uma mudança semelhante a uma mudança no comportamento da população bacteriana. Uma vez que um certo nível de autoindutor é alcançado (devido ao crescimento de células bacterianas), a produção de autoindutor aumenta repentinamente rapidamente porque mais da enzima de produção de autoindutor é feita. Esta "dose em bolus" de autoindutor encoraja todas as células próximas a mudarem para o modo de detecção de quorum, provavelmente promovendo o compromisso e a sincronia na execução de comportamentos de grupo. Sem feedback positivo sobre a produção de autoindutor, você pode imaginar que, em geral, as células experimentariam concentrações de autoindutor apenas lentamente aumentando, tornando a transição lenta. Tal sistema de comunicação seria barulhento e ineficiente, com algumas células detectando autoindutor suficiente para se envolver em detecção de quorum, enquanto outras encontram menos autoindutor, ficando para trás na transição de detecção de quorum. É esse ciclo de feedback positivo no qual a produção da molécula de comunicação é ativada pelo relé de detecção de quorum que deu origem ao nome de "autoindutor".

Comunicação intraespécies, intra-gêneros e interespécies

As bactérias costumam usar vários autoindutores para detecção de quorum e a natureza química de cada autoindutor codifica informações diferentes sobre “quem” está nas proximidades. Tome V. harveyi: ele usa três produtos químicos autoindutores diferentes para comunicação intra-espécies, intra-gêneros e inter-espécies, respectivamente (Figuras 10 e 18). Apenas V. harveyi e seu parente mais próximo produzem o químico AI-1, sugerindo que o O autoindutor AI-1 é usado para comunicação intraespécie. AI-1 é uma homosserina lactona, semelhante à homosserina lactona identificada originalmente como o autoindutor de V. fischeri.Este é um tema comum na detecção de quorum: compostos distintos de homosserina lactona, ou seja, moléculas que são semelhantes, mas não idênticas, são usadas por bactérias diferentes para comunicação intraespécie. Vibrios (todas as bactérias do gênero Vibrio) produzem outro produto químico chamado CAI-1, sugerindo que CAI-1 é usado para comunicação intra-gênero. Por outro lado, o produto químico autoindutor chamado AI-2 é amplamente produzido entre as bactérias, então O AI-2 é proposto para funcionar na comunicação entre espécies. V. harveyi tem a capacidade de determinar a proporção de AI-1: CAI-1: AI-2.

Figura 18 Autoindutores codificam informações sobre identidades bacterianas. Apenas a espécie V. harveyi produz o químico AI-1, sugerindo que seja usado para comunicação “privada” com seus parentes mais próximos. O CAI-1 é secretado e detectado por todas as bactérias do gênero Vibrio, por isso é usado para uma comunicação mais ampla entre diferentes espécies de Vibrios. O AI-2 é um autoindutor feito por muitas espécies diversas de bactérias, por isso é usado para uma comunicação interespécie muito ampla.

Curiosamente, V. harveyi adapta seus comportamentos controlados por quorum sensing com base em qual sinal de autoindutor domina. Presumivelmente, V. harveyi decodifica a informação nas concentrações relativas dos três autoindutores para determinar se ele e seus parentes ou, alternativamente, alguma outra espécie bacteriana está na maioria de uma comunidade de espécies mistas. Com base nessas informações, V. harveyi adota comportamentos de detecção de quorum adequados às suas circunstâncias. Isso significa que, por meio da detecção de quorum, as bactérias podem diferenciar o eu do não-eu!

Quem está fazendo todos esses diferentes autoindutores? Nas explicações acima sobre as descobertas de componentes envolvidos no sensor de quorum, as bactérias em estudo foram cultivadas como uma única espécie em frascos em laboratórios. Essa estratégia inicial era adequada para fazer experimentos simples para descobrir os princípios básicos do sensor de quorum. No entanto, na natureza, as bactérias vivem em ambientes complexos e mutáveis, em biofilmes e, frequentemente, vivem em comunidades com outras espécies bacterianas presentes.

Tomemos por exemplo o microbioma humano, que mencionei anteriormente nesta narrativa. Sua boca, por exemplo, é uma comunidade próspera de muitas bactérias que vivem em biofilmes em seus dentes e gengivas. Existem também comunidades bacterianas muito complexas no intestino humano, estimadas em 1014 células bacterianas (mais do que o número de células humanas em seu corpo!) Compostas por 600 espécies diferentes, crescendo principalmente em biofilmes. Você pode imaginar que muitos autoindutores estão presentes, que seus níveis variam (há fluxo de fluido periódico no intestino que pode concentrar ou lavar os autoindutores) e mudanças nos nutrientes (dependendo de quando e do que uma pessoa come) podem permitir o crescimento de bactérias específicas mais rápido ou mais lento em momentos diferentes. De alguma forma, as bactérias individuais nesses consórcios diversos precisam ser capazes de medir e interpretar as informações dos autoindutores para discernir quantos e quem são seus vizinhos, para que possam se comportar de maneira adequada. Além disso, eles devem ser capazes de atualizar suas avaliações para lidar com as mudanças na composição da comunidade.

Os cientistas ainda não entendem muito sobre como a detecção de quorum funciona no microbioma humano (ou em qualquer comunidade bacteriana de espécies mistas complicadas) porque ainda é o começo de tais estudos. Aqui nós, no entanto, tentamos dar uma visão sobre algumas possibilidades com base no que sabemos das descobertas discutidas acima. A Figura 19 fornece uma imagem de como podemos começar a pensar sobre o sensor de quorum em comunidades que contêm várias espécies de bactérias. Para simplificar, consideramos apenas autoindutores intraespécies e interespécies. O painel superior da Figura 19 mostra a comunidade de espécies mistas. Imagine muitas espécies diferentes de bactérias residindo próximas umas das outras. Na Figura, cada padrão de cor representa uma espécie bacteriana.

Figura 19 Um modelo de como funciona o sensor de quorum em comunidades de espécies mistas. O painel inferior esquerdo destaca as espécies “amarelas”, que são numerosas na comunidade. Eles encontram um alto nível de seu próprio autoindutor intraespécie (triângulos amarelos), bem como uma alta concentração do autoindutor interespécie (triângulos azuis). Essa mistura de autoindutores diz às espécies “amarelas” que elas estão em alta densidade celular, mas têm vizinhos que não são parentes (no painel superior). Por outro lado, as espécies de bactérias laranja são em número reduzido (painel superior). O painel inferior direito destaca a situação das “espécies de laranja”. A comparação de seu próprio autoindutor (triângulos laranja) com o do autoindutor interespécie (triângulos azuis) informa a essa espécie bacteriana que ela é muito superada em número por não-parentes.

Pergunta do explorador: Que informação você acha que a “bactéria amarela” em nosso desenho pode coletar sobre seu ambiente?

Responder: O painel inferior esquerdo destaca as espécies “amarelas”. Em nosso esquema, existem muitas bactérias “amarelas” na comunidade. Eles encontram um alto nível de seu próprio autoindutor intraespécie (triângulos amarelos), bem como uma alta concentração do autoindutor interespécie (triângulos azuis). Essa mistura de autoindutor diz às espécies “amarelas” que elas estão em alta densidade celular, mas têm vizinhos que não são parentes.

Pergunta do explorador: Pegue a espécie “laranja” no painel inferior direito. Que informação você acha que a bactéria solitária da laranja infere da mistura de autoindutor?

Responder: Em nosso desenho animado, existem apenas algumas bactérias da espécie “laranja” presentes (veja o painel superior original). A espécie bacteriana “laranja” não detecta nenhum ou apenas um nível muito baixo de seu autoindutor específico da espécie (triângulos laranja), mas encontra um alto nível do autoindutor interespécie (triângulos azuis). Essa combinação de autoindutores diz à espécie “laranja” que ela e seus parentes são muito superados em número por não parentes.

Voltando ao painel superior, em nosso cenário, a espécie “amarela” provavelmente ativaria muitos genes controlados por quorum sensing que a ajudam a prosperar como um grupo. No entanto, a espécie “amarela” pode não ativar todo o seu repertório de genes controlados por quorum-sensing porque teria detectado que também existem muitos vizinhos não-parentes que poderiam competir e tirar proveito das moléculas liberadas. A espécie “amarela” sabe que existem não-parentes devido à detecção do autoindutor interespécies. Pode ativar comportamentos defensivos para garantir que mantém a maioria na comunidade.

A espécie “laranja” não lançaria seu programa de detecção de quorum porque não há membros de seus parentes suficientes para agir produtivamente como um grupo. A espécie “laranja” provavelmente esperaria e continuaria monitorando a situação até o momento em que detectasse um nível mais alto de seu autoindutor específico da espécie (triângulos laranja). Essa mudança na proporção das diferentes moléculas autoindutoras poderia alertar a espécie “laranja” que ela estava ganhando em número de células na comunidade de espécies mistas.


RESULTADOS

Anatomia e inervação de órgãos leves

Os quatro túbulos de Malpighi se originam perto da junção intestinal posterior-intestinal (Fig. 1). Quatro seções morfologicamente distintas são visíveis (Green, 1979b): (1) a região hialina livre, (2) a região pigmentada livre, (3) a região criptonefridial, ligada ao intestino posterior por tecido conjuntivo, e (4) ) o próprio órgão de luz (Fig. 1). Os cortes revelam que as células do órgão claro são grandes (50–100 µm de diâmetro) com um citoplasma denso (Fig. 1). O refletor, composto por uma massa compacta de traqueia cheia de ar, é opaco sob iluminação transmitida. Em seções, o refletor está intimamente oposto às células do órgão de luz.

Os túbulos de Malpighi, região criptonefridial e órgão leve de Arachnocampa flava. Os quatro túbulos de Malpighi se originam na junção intestinal posterior-intestinal (seta). As quatro regiões definidas por Green (Green, 1979b) são indicadas como regiões 1 e 2, a região criptonefridial (Cr) e o próprio órgão de luz (LO). O órgão de luz é opaco devido às propriedades de dispersão de luz do refletor traqueal. A inserção superior mostra uma seção através de uma região criptonefridial de um único túbulo de Malpighi (barra de escala, 40 μm). A inserção inferior é uma seção através do órgão de luz, mostrando os quatro túbulos na seção em que o refletor (r) fica no topo das células e o intestino (g) abaixo (barra de escala, 100 μm).

Os túbulos de Malpighi, região criptonefridial e órgão leve de Arachnocampa flava. Os quatro túbulos de Malpighi se originam na junção intestinal posterior-intestinal (seta). As quatro regiões definidas por Green (Green, 1979b) são indicadas como regiões 1 e 2, a região criptonefridial (Cr) e o próprio órgão de luz (LO). O órgão de luz é opaco devido às propriedades de dispersão de luz do refletor traqueal. A inserção superior mostra uma seção através de uma região criptonefridial de um único túbulo de Malpighi (barra de escala, 40 μm). A inserção inferior é uma seção através do órgão de luz, mostrando os quatro túbulos na seção em que o refletor (r) fica no topo das células e o intestino (g) abaixo (barra de escala, 100 μm).

Um anticorpo anti-α-tubulina acetilado foi usado para rastrear os nervos entre o órgão de luz e o gânglio abdominal terminal (TAG). A partir do TAG no sétimo segmento abdominal, o nervo mediano continua posteriormente, dando origem progressivamente a ramos pareados. Os três pares de nervos originados posteriormente do TAG foram numerados de acordo com sua origem. Os pares 1 e 2 projetam-se lateralmente para longe do nervo mediano para inervar os músculos da parede corporal (Fig. 2). O par 3 se projeta ventralmente por baixo do órgão de luz e então recurva anteriormente e inerva as células do órgão de luz a partir da face posterior por processos finos. Os processos neurais se projetam por todo o tecido do órgão leve, com vários deles se projetando horizontalmente por vários túbulos de Malpighi. Processos neurais saem do órgão de luz através da sua extremidade anterior e se projetam para a frente para inervar o intestino. Alguns ramos neurais continuam além do órgão leve posteriormente, inervando as papilas anais e os músculos retais.

Neuroanatomia da região terminal de um A. flava larva, imunomarcada com um anticorpo contra a tubulina acetilada (verde) e uma coloração nuclear (azul). Três pares de nervos (n1, n2 e n3) surgem do gânglio abdominal terminal (etiqueta). O terceiro par, n3, envia processos abaixo do órgão de luz (LO). Os quatro pares de túbulos de Malpighi (I, II, III e IV) são vistos contribuindo para o órgão leve. Barra de escala, 200 μm.

Neuroanatomia da região terminal de um A. flava larva, imunomarcada com um anticorpo contra a tubulina acetilada (verde) e uma coloração nuclear (azul). Três pares de nervos (n1, n2 e n3) surgem do gânglio abdominal terminal (etiqueta). O terceiro par, n3, envia processos abaixo do órgão de luz (LO). Os quatro pares de túbulos de Malpighi (I, II, III e IV) são vistos contribuindo para o órgão leve. Barra de escala, 200 μm.

A imunocoloração com um anticorpo anti-serotonina revelou corpos celulares nervosos imunorreativos à serotonina e processos no TAG e nos gânglios abdominais mais anteriores. Nenhum processo serotonérgico foi observado projetando-se posteriormente do TAG em direção ao órgão de luz (dados não mostrados). Não fomos capazes de detectar octopamina em A. flava usando imunocoloração, mesmo no cérebro e gânglios torácicos, onde os neurônios octopaminérgicos seriam detectáveis.

Influência de aminas biogênicas na bioluminescência

Testamos quatro métodos de introdução de aminas biogênicas: ingestão de presas injetadas com a solução de teste, banhando o órgão de luz dissecado na solução de teste, injeção de solução em toda a larva e ligadura da região terminal seguida de injeção. Para apresentar soluções de teste através da ingestão, individual D. melanogaster foram injetados com um volume definido e concentração de solução de amina ou soro fisiológico e, em seguida, alimentados para as larvas no início do período de escuridão. A saída de luz durante o período escuro de 12 horas foi comparada antes e depois da alimentação. Experimentos de controle mostraram níveis elevados de bioluminescência durante a noite após a alimentação, confirmando que a alimentação em si estimula a emissão de luz (Willis et al., 2011). A ingestão de octopamina e seus antagonistas - fentolamina, mianserina e epinastina - todos afetaram a produção de bioluminescência (Figs 3, 4). A 0,58 mol l -1, a octopamina produziu um pequeno aumento (1,5 vezes) em comparação com o controle, enquanto o antagonista fentolamina produziu um aumento muito maior na bioluminescência, aproximadamente quatro vezes mais do que o controle (Fig. 3)

Saída bioluminescente total e máxima (média ± s.e.m.) de Larvas de A. flava após a ingestão de Drosophila melanogaster moscas injetadas com diferentes concentrações de octopamina (esquerda) e fentolamina (direita). As comparações em pares mostram a noite antes da exposição (barras pretas) em comparação com a noite após a exposição (barras cinzas). Os tratamentos de controle mostram que A. flava as larvas produzem mais luz na noite após terem capturado a presa. As diferenças significativas para o controle são mostradas com asteriscos (*P& lt0,05 **P& lt0.001).

Saída bioluminescente total e máxima (média ± s.e.m.) de Larvas de A. flava após a ingestão de Drosophila melanogaster moscas injetadas com diferentes concentrações de octopamina (esquerda) e fentolamina (direita). As comparações em pares mostram a noite antes da exposição (barras pretas) em comparação com a noite após a exposição (barras cinzas). Os tratamentos de controle mostram que A. flava as larvas produzem mais luz na noite após terem capturado a presa. As diferenças significativas para o controle são mostradas com asteriscos (*P& lt0,05 **P& lt0.001).

A octopamina e a fentolamina foram testadas em concentrações mais baixas para determinar se um efeito de dosagem era aparente. Duas características foram comparadas, a produção total de bioluminescência e o nível máximo de bioluminescência alcançado antes e depois da alimentação (Fig. 3). A octopamina produziu um aumento significativo na produção de luz total e máxima em comparação com o controle apenas na concentração mais alta testada. A fentolamina produziu aumentos significativos na produção de luz total e máxima em todas as concentrações.

A ingestão de fentolamina também fez com que algumas larvas continuassem a bioluminescência durante o período de luz subsequente, uma situação que não ocorre naturalmente porque a luz ambiente inibe o brilho (Gatenby, 1959). Este componente de saída de luz não foi quantificável por causa do nível de luz de fundo, mas não foi visto após o tratamento com qualquer outro antagonista usando esta técnica. Durante a noite seguinte (a segunda noite após o tratamento), as larvas alimentadas com fentolamina produziram significativamente menos emissão de luz em comparação com os controles (dados não mostrados), enquanto a ingestão de octopamina resultou em níveis de emissão de luz na noite seguinte que não eram estatisticamente diferentes dos pré - nível de tratamento.

O método de alimentação foi usado para testar dois antagonistas adicionais, mianserina e epinastina. Ambos os compostos diminuíram, ao invés de aumentar, a produção de luz larval (Fig. 4). A alimentação com epinastina resultou na falha da bioluminescência das larvas (Fig. 4). As aminas biogênicas serotonina, tiramina e dopamina não tiveram efeito sobre a bioluminescência quando introduzidas usando este procedimento (Fig. 4).

O banho do órgão de luz dissecado em uma solução salina contendo as aminas biogênicas e antagonistas também foi utilizado. O órgão de luz isolado emite luz após a dissecção, a luz diminuindo progressivamente para níveis indetectáveis ​​após aproximadamente 25 min (Fig. 5). A adição de octopamina à solução de banho causou uma elevação imediata de três a quatro vezes na bioluminescência seguida por um declínio em aproximadamente 13 minutos (Fig. 5). Os antagonistas fentolamina e epinastina produziram escurecimento completo em 1 a 5 min. A mianserina produziu um grande aumento na produção de luz, atingindo um pico de aproximadamente 13 vezes o nível de pré-tratamento e ainda produzindo luz 20 minutos após a exposição (Fig. 5). Soluções de serotonina ou dopamina não produziram nenhuma diferença substancial na curva de produção de bioluminescência em comparação com os controles. Além disso, o precursor da octopamina, a tiramina, não teve efeito. A perfusão de dióxido de carbono no recipiente contendo o órgão de luz em uma solução de banho salina resultou em um aumento de quatro vezes na emissão de luz, retornando aos níveis de pré-exposição após 20 min (Fig. 5).

Saída de luz relativa (média ± s.e.m.) de A. flava larvas leves após a ingestão de D. melanogaster moscas injetadas com 1,2 μl de 0,58 μmol l –1 mianserina, epinastina, tiramina, dopamina ou serotonina. As comparações em pares mostram os níveis de bioluminescência na noite antes da exposição (barras pretas) em comparação com a noite após a exposição (barras cinzas). Os controles foram alimentados com moscas injetadas com 1,2 μl de solução salina. Uma redução significativa na emissão de luz ocorreu na noite após a ingestão dos antagonistas mianserina e epinastina (*P& lt0,05), enquanto a tiramina, dopamina e serotonina não tiveram efeito significativo.

Saída de luz relativa (média ± s.e.m.) de A. flava larvas leves após a ingestão de D. melanogaster moscas injetadas com 1,2 μl de 0,58 μmol l –1 mianserina, epinastina, tiramina, dopamina ou serotonina. As comparações emparelhadas mostram os níveis de bioluminescência na noite antes da exposição (barras pretas) em comparação com a noite após a exposição (barras cinzas). Os controles foram alimentados com moscas injetadas com 1,2 μl de solução salina. Uma redução significativa na emissão de luz ocorreu na noite após a ingestão dos antagonistas mianserina e epinastina (*P& lt0,05), enquanto a tiramina, a dopamina e a serotonina não tiveram efeito significativo.

A injeção direta de larvas com soluções de amina ou antagonista foi testada. O próprio processo de injeção é altamente traumático e invariavelmente leva à morte em poucas horas. As injeções de controle de solução salina resultaram em nenhuma saída de luz durante o período de escuridão de 12 horas após a injeção no início da escuridão. A injeção de uma concentração baixa de octopamina resultou em alguma bioluminescência em níveis bem abaixo do nível pré-injeção e uma concentração mais alta produziu um nível mais alto de bioluminescência pós-injeção, embora ainda abaixo do nível pré-injeção. Por causa do impacto da própria injeção, o método não foi usado para testar os antagonistas da octopamina ou serotonina, tiramina ou dopamina.

A ligadura do órgão leve e subsequente injeção com soluções foi testada como outro método de administração de aminas biogênicas. Após a ligação e separação do órgão leve do gânglio abdominal terminal, o órgão leve produz espontaneamente bioluminescência. A injeção de solução salina sozinha na seção ligada isolada resultou em uma leve depressão da bioluminescência em comparação com o controle não injetado.A injeção de octopamina resultou em uma elevação da produção de bioluminescência, mas a variabilidade na resposta foi tal que a diferença para o controle não injetado não foi significativa. Este método não foi usado para testar os antagonistas da octopamina ou serotonina, tiramina ou dopamina. A exposição do órgão de luz ligado ao dióxido de carbono produziu bioluminescência elevada.

Intensidade de bioluminescência (média ± s.e.m.) de A. flava órgãos de luz em (A) condições de controle e após exposição a (B) dióxido de carbono, (C) aminas biogênicas e (D) antagonistas de octopamina. Os órgãos de luz dissecados foram inicialmente colocados em um banho de solução salina (tempo 1 no x-eixo) e a saída de bioluminescência do órgão de luz isolada foi fotografada por 7 min, então a solução salina foi substituída pelo composto de tratamento dissolvido em solução salina ou, no caso de dióxido de carbono, gás foi introduzido na câmara. No controle, a solução de banho foi substituída por mais da mesma. Todos os tratamentos são apresentados na mesma escala no y-eixo exceto para o tratamento com dióxido de carbono. A alta emissão de luz associada ao tratamento com mianserina é retratada na inserção, com o valor de pico atingindo aproximadamente 400 unidades. Cada tratamento foi repetido seis vezes, exceto para o tratamento com epinastina (cinco repetições).

Intensidade de bioluminescência (média ± s.e.m.) de A. flava órgãos de luz em (A) condições de controle e após exposição a (B) dióxido de carbono, (C) aminas biogênicas e (D) antagonistas de octopamina. Os órgãos de luz dissecados foram inicialmente colocados em um banho de solução salina (tempo 1 no x-eixo) e a saída de bioluminescência do órgão de luz isolada foi fotografada por 7 min, então a solução salina foi substituída pelo composto de tratamento dissolvido em solução salina ou, no caso de dióxido de carbono, gás foi introduzido na câmara. No controle, a solução de banho foi substituída por mais da mesma. Todos os tratamentos são apresentados na mesma escala no y-eixo exceto para o tratamento com dióxido de carbono. A alta emissão de luz associada ao tratamento com mianserina é retratada na inserção, com o valor de pico atingindo aproximadamente 400 unidades. Cada tratamento foi repetido seis vezes, exceto para o tratamento com epinastina (cinco repetições).


Materiais e métodos

Fungo e local de campo

Omphalotus nidiformis é um basidiomiceto australiano de zona temperada, geralmente encontrado na base de Eucalipto árvores, com basidomas variados de creme a marrom, na maioria das vezes na faixa de 20–40 cm de diâmetro. Ele produz basidomas no inverno do hemisfério sul (junho a julho) e emite um brilho branco-azulado contínuo e fraco (Fig. 1B).

UMA. O fungo fantasma australiano Omphalotus nidiformis à luz do dia natural e B. Sob longa exposição com luz própria. Observe que, a olho nu, o brilho é muito fraco com uma tonalidade mais azulada. C. O local de estudo da Ilha Kangaroo consistindo em floresta de esclerofila dominada por Eucalyptus fasciculosa, e D. Uma armadilha pegajosa amarela in situ, iscada com um pedaço cortado de fungo fresco. As imagens A, C e D são de PW e B é cortesia do Australian Museum / Ray Kearney.

Espécimes frescos e brilhantes foram localizados no Parque Nacional Flinders Chase, Ilha Kangaroo, Austrália do Sul, em uma floresta aberta de eucalipto a aproximadamente 1 km NE da Estação de Campo da Universidade de Adelaide em Rocky River. Grandes (aproximadamente 5 cm de diâmetro), pedaços brilhantes (visualmente verificados) desses fungos foram usados ​​para iscar armadilhas pegajosas de dois lados de 10 × 17 cm (referência do Catálogo Entomológico Australiano de Suprimentos E95101A estes são cartões amarelos revestidos com não volátil, não adesivo de secagem, projetado para atratividade visual em uso diurno apenas (Fig. 1D).

O local foi escolhido deliberadamente para estar livre de qualquer poluição luminosa possível, e a amostragem foi realizada em duas noites completamente sem lua (19 e 20 de junho de 2015). Estas condições restritivas eliminaram qualquer possibilidade de confusão ou diluição de outras fontes de luz, mas ao mesmo tempo limitaram o número de noites de captura possíveis. A captura noturna foi realizada em noites claras (nuvem leve intermitente, sem chuva) sem vento e com temperatura ambiente em torno de 6 ° C. As armadilhas foram instaladas e recuperadas na escuridão, aproximadamente 1 hora após o pôr do sol e 1 hora antes do nascer do sol, respectivamente, para eliminar qualquer atração de insetos voadores diurnos para as armadilhas. A captura diurna foi realizada nos dias intermediários com nuvem de luz intermitente e sem vento, com temperatura ambiente em torno de 12 ° C. Armadilhas foram instaladas e recuperadas durante o dia, aproximadamente 1 hora após o nascer do sol e uma hora antes do pôr do sol, respectivamente, para eliminar qualquer atração de insetos voadores noturnos para as armadilhas. Todo o trabalho foi realizado em condições naturais de campo.

Desenho e análise do estudo

Verificamos a bioluminescência dos basidiomas regularmente no campo, tanto de dia quanto de noite, e tanto fixados quanto destacados do micélio, usando um casaco pesado para criar uma "sala escura". Eles estiveram presentes no campo durante todo o mês de junho, corroborando os registros de produção de basidioma de inverno no Herbário Estadual da Austrália do Sul (Pam Catcheside, com. Pessoal).

Para avaliar a natureza e abundância de insetos voadores, amostramos quatro locais separados por aprox. 50 m. Em cada local, três tipos de armadilhas foram implantadas: armadilhas pegajosas (veja abaixo), mal-estar (1) e bandeja (10). Estes foram usados ​​para avaliar a abundância noturna e diurna como acima, e as capturas foram identificadas em (sub) ordem e registradas em relação ao número total de horas de armadilha por tipo de armadilha.

Para avaliar a atratividade da bioluminescência para insetos voadores à noite, três réplicas de pares de controle de tratamento de armadilhas pegajosas foram usadas em cada um dos quatro locais, com a armadilha de tratamento em cada par tendo um pedaço de basidioma anexado. Todas as armadilhas estavam separadas por aproximadamente 2 m e bem distantes de qualquer fungo que ocorresse naturalmente, para evitar qualquer interferência potencial. Um total de 24 armadilhas foram implantadas por pelo menos 10 horas cada em cada uma das duas noites, resultando em 48 noites de armadilha. A captura total para cada armadilha foi contada para cada noite, e todos os insetos foram incluídos na análise como potenciais dispersores de esporos. As diferenças na abundância de insetos entre as armadilhas de tratamento e controle foram examinadas usando modelos lineares mistos generalizados. Site e Trap-pair dentro do site foram incluídos como efeitos aleatórios para contabilizar as duas escalas de variação de amostragem. Assumimos a variação de Poisson nas contagens de abundância e usamos uma função de ligação logarítmica. O ajuste do modelo foi realizado usando o Ime4 pacote (Bates et al. 2014) em R-3.2.0 (Equipe 2015).

Devido ao baixo número de capturas nas armadilhas pegajosas de Tratamento e Controle à noite, somamos as abundâncias nas duas noites de amostragem para análise, a análise exploratória não indicou diferenças estatisticamente significativas entre as noites. Também não houve variação estatisticamente significativa nas abundâncias de captura entre locais ou entre pares de armadilhas dentro de locais; esses componentes de variância foram estimados como próximos de zero na análise. Consequentemente, as estimativas do modelo foram iguais àquelas de um modelo linear generalizado (variância de Poisson e link de log) que não incluiu os efeitos aleatórios. Também não houve evidência de variação extra-Poisson.


Afiliações

Grupo de Biologia Sintética, MRC London Institute of Medical Sciences, London, UK

Aubin Fleiss e Karen S. Sarkisyan

Instituto de Ciências Clínicas, Faculdade de Medicina, Imperial College London, Londres, Reino Unido

Aubin Fleiss e Karen S. Sarkisyan

Planta LLC, Bolshoi Boulevard, 42 Str 1, Office 335, Moscou, 121205, Rússia

Instituto Shemyakin-Ovchinnikov de Química Bioorgânica da Academia Russa de Ciências, Miklukho-Maklaya, 16/10, Moscou, 117997, Rússia


Assista o vídeo: Pra ficar ligado - Bioluminescência (Junho 2022).


Comentários:

  1. Jayron

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  3. Fearnhealh

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